Дисбактериоз от антибиотиков: Микробиота после антибиотиков: как восстановить здоровье кишечника

Содержание

Сколько длится дисбактериоз после антибиотиков? Часто задаваемые вопросы по медицине и здоровью: ответы врачей

После успешной терапии антибактериальными препаратами, многие люди, зачастую сталкиваются с дисбактериозом, даже в случае параллельного применения пробиотиков. Однако, сколько длится дисбактериоз и от чего зависит его длительность?

Как правило, после антибиотикотерапии, дисбактериоз может длиться от 2 недель до 2 месяцев. Такая разница во времени течения дисбактериоза зависит от множества факторов, например:

  • тип антибиотика. Каждая группа антибиотиков направлена на лечение определенного заболевания, а также может зависеть от уровня тяжести данной болезни. При этом каждый антибактериальный препарат имеет в большей или меньшей мере степень побочных реакций и общей вредности на организм;
  • возраст пациента. При достижении преклонного возраста защитные механизмы организма ослабевают, в том числе и кишечника. Вследствие этого, лечение дисбактериоза может затянуться;
  • состояние иммунной системы. Кишечник является одним из самых больших и значимых органов связанных с иммунитетом;
  • сопутствующие хронические состояния и заболевания. Хронические и острые инфекции (ВИЧ, гепатиты С и В, герпес), диабет, онкологические заболевания, болезни печени и поджелудочной железы;
  • неправильное питание. Жирная, острая, соленая, жареная пища, а также алкоголь могут негативно влиять на восстановление кишечника после антибиотикотерапии;
  • прием дополнительных лекарственных препаратов. Химиотерапия, противовирусная терапия, радиотерапия и гормонотерапия могут так же как и антибиотики, а особенно при совместном с ними применении делать восстановление кишечной микрофлоры более затяжной. 

Источники

Mechanisms and consequences of intestinal dysbiosis / PubMed (англ.)

Dysbiosis and the immune system / PubMed (англ.)

Dysbiosis: from fiction to function / PubMed (англ.)

Dysbiosis and metabolic endotoxemia induced by high-fat diet / PubMed (англ.)

Онлайн: 08:00 – 21:00, без выходных

Дисбактериоз с идентификацией микроорганизмов и определением чувствительности к антибиотикам и бактериофагам

Данный вид микробиологического исследования определяет количественный и качественный состав флоры кишечника. С его помощью можно диагностировать любые нарушения в функционировании органа пищеварения — от дисбактериоза до размножения патогенных микроорганизмов.

Анализ кала на дисбактериоз с определением чувствительности к бактериофагам и антибиотикам позволяет подобрать подходящую для пациента схему лечения и отследить степень ее эффективности.

Показания к бакпосеву кала с чувствительностью к бактериофагам

Этот посев назначают пациентам при следующих случаях:

  • диарее, связанной с длительным приемом антибиотиков;
  • дисбактериозе кишечника;
  • продолжительных кишечных инфекциях невыясненной этиологии;
  • аллергических реакциях, которые плохо поддаются медикаментозной терапии;
  • хронических гнойных инфекциях;
  • при подготовке к хирургическому вмешательству лиц, склонных к дисбактериозу кишечника;
  • лицам, подвергающимся длительному воздействию химических веществ или ионизирующей радиации.

Сдать анализ кала на чувствительность к бактериофагам можно в наших центрах в любое удобное время, оформив предварительно заказ.

ОБЩИЕ ПРАВИЛА ПО СБОРУ ОБРАЗЦОВ КАЛА

Биоматериал для исследования пациент отбирает самостоятельно, из средней части фекальной массы специальной ложечкой, вмонтированной в крышку универсального стерильного пластикового контейнера с ложкой (СКЛ). Количество биоматериала — 1 грамм (примерно с горошину). При заборе фекалий следует избегать попадания в образец мочи и отделяемого половых органов.

Биоматериал для исследования берется до начала антибактериальной терапии и терапии эубиотиками (бифидобактерин, лактобактерин и др.) или не ранее двух-трех недель после ее окончания.

причины, диагностика и лечение в Москве “Диамед”

Дисбактериоз очень распространенное заболевание. По данным Минздрава его выявляют у 90% взрослого населения и свыше 25% детей в возрасте до года. С дисбактериозом связаны многие заболевания ЖКТ. Многие заболевания, в том числе и хронические, связаны с нарушением микробиоценоза кишечника и часто являются следствием дисбактериоза, а не его причиной.

Дисбактериоз считается основной социальной болезнью 21-го века и сопровождается качественным изменением нормального видового состава бактерий (микробиоты) кишечника. Актуальность проблемы требует постоянного поиска новых средств лечения дисбактериоза и его коррекции.

Лечение дисбактериоза

Как вылечить дисбактериоз? Во-первых, необходима точная диагностика и устранение первопричины болезни, будь то чрезмерный прием антибиотиков, отравление или инфекционное заболевание.

Основным методом диагностики дисбактериоза является сдача кала на анализ.

После устранения причины дисбактериоза кишечника лечение проводится препаратами, содержащими те бактерии, которых не хватает (считается, что в случае успешного лечения эти бактерии приживаются и размножаются до необходимого уровня). Одновременно используются замещающие препараты — ферменты химических реакций пищеварения, которые в норме ферментируются микрофлорой, а также препараты, подавляющие развитие конкурентов полезной микрофлоры (микроскопических грибов).

Дополнительно для устранения симптомов мальабсорбции и диспепсии — нарушений пищеварения — используют замещающие желудочные или кишечные пищеварительные ферменты препараты.

Иногда одновременно с антибактериальной терапией антибиотиками (особенно пенициллинами) или сульфаниламидами назначают антигрибковые антибиотики (например, Нистатин) с целью профилактики дисбактериоза кишечника, а также лечения кожного дисбактериоза, особенно при длительной антибактериальной терапии.

Как правило, одновременно с пре- и пробиотиками назначаются ферментные препараты, сорбенты (белый уголь, активированный уголь, смекта, полифепан и т. д.) и другие препараты, так как дисбактериоз не заболевание, а лишь часть других заболеваний, соответственно, необходима детоксикация организма и лечение основного заболевания.

Записаться на консультацию и сдать кал для анализа на дисбактериоз можно в Москве в частных клиниках «Диамед». На сайте представлены актуальные цены консультации гастроэнтеролога. Здесь же вы можете записаться на прием через онлайн-форму или по телефонам клиник.

#диагностика #дисбактериоз #лечение #прием лечение дисбактериоза

Лечение дисбактериоза

Лечение дисбактериоза является комплексным и включает в себя следующие мероприятия:

  • устранение избыточного бактериального обсеменения тонкой кишки;
  • восстановление нормальной микробной флоры толстой кишки;
  • улучшение кишечного пищеварения и всасывания;
  • восстановление нарушенной моторики кишечника;
  • стимулирование реактивности организма.

Если дисбиотические изменения были вызваны применением антибиотиков или перенесенной острой кишечной инфекцией, то при своевременной диагностике и правильной коррекции этого состояния можно добиться полного восстановления равновесия кишечной микрофлоры, не только бифидобактерий, но и других микробов.
Если дисбактериоз является следствием хронического заболевания, например хронического гастрита, дуоденита, колита и т.д., то вылечить раз и навсегда дисбактериоз нельзя, но периодически проводить терапию, направленную на нормализацию микробного пейзажа кишечника просто необходимо, так как количественные и качественные изменения микрофлоры могут приводить и поддерживать обострения основного заболевания. Самолечение дисбактериоза биодобавками, кефирной диетой и «пробиотиками» далеко не всегда дает какой-либо полезный эффект.

Дисбактериоз

Дисбактериоз (от греч. — «дис-» — приставка, означающая «затруднение», «отклонение от нормы», «нарушение функции» и «бактерия») — качественное и количественное изменение нормального видового состава бактерий (микробиоты) кишечника или кожи. Нередко эти изменения негативно влияют на функцию кишечника, что проявляется вздутием живота, урчанием, болью в животе, расстройством стула и другими симптомами диспептического характера.

Дисбактериоз кишечника возникает в результате нарушения равновесия кишечной микрофлоры из-за различных причин:

  • применения антибактериальных средств, в частности антибиотиков,
  • неправильного питания,
  • нарушения функции иммунитета и т. п.

В результате нарушения конкурентных взаимоотношений нормальной микрофлоры органа их место зачастую занимают патогенные микроорганизмы, например грибы кандида или аспергилл.

Профилактика дисбактериоза

Важное значение для профилактики дисбактериоза имеет рациональный режим питания и сбалансированный состав пищи. При назначении антибиотиков параллельно рекомендуется применять препараты, поддерживающие рост и развитие нормальной микрофлоры. Выбор препаратов поддержки – прерогатива врача-гастроэнтеролога, так как только врач знает все особенности течения заболевания у пациента и может правильно подобрать индивидуальное лечение.

При наличии хронических заболеваний пищеварения нужно четко выполнять все предписания врача по лечению основного заболевания. При необходимости, после дополнительного обследования, доктор может параллельно или после проведения основного курса терапии назначить схему, направленную на коррекцию дисбактериоза.


Вы можете записаться на прием, позвонив нам по телефонам:  
8 (81368) 603-03-03 или 8 (81368) 535-66

Мы находимся по адресу г. Кириши, ул. Советская д. 24

Лечение дисбактериоза – Лечебно-диагностический центр Нейрон (Таганрог)

Подробности
Автор: ЛДЦ Нейрон
Опубликовано: 08 Ноябрь 2015

Если в организме нарушается дисбаланс бактерий, то возникает такое заболевание, как дисбактериоз. В каждом органе нашего организме есть бактерии, которые помогают нормально функционировать все системам. Огромное количество различных микроорганизмов находится в ЖК тракте. Они играют огромную роль в пищеварении. При нарушении численности бактерий, возникает дисбаланс, который может привести к серьезным нарушениям, поэтому необходимо вовремя проводить лечение дисбактериоза.

 

Дисбактериоз чаще всего возникает из-за длительного приема антибиотиков. Так же он может возникнуть после проведения лучевой терапии, лечения гормонами, противоопухолевыми препаратами.

Не редко болезнь возникает у женщин, которые длительное время соблюдали жесткие диеты. Также он может возникнуть как осложнение имеющегося заболевания, например, при язвенной болезни желудка, при колитах, гастритах. Причиной возникновения дисбактериоза может стать и операция на органах ЖКТ. 

Какими же симптомами проявляется дисбактериоз? Специфической симптоматики заболевание не имеет. Однако больные могут предъявлять жалобы на неприятный привкус во рту, боли в области живота, возникновение аллергии на самые простые, «безобидные» продукты, повышение температуры тела. Со стороны кишечника больные отмечают появление поносов, запоров, метеоризма.

Чтобы поставить окончательный диагноз, врачи проводят ряд мероприятий по дифдиагностике. Пациентам назначаются бактериологические исследования, исследование метаболитов микрофлоры ЖКТ. 

Лечение дисбактериоза проводиться в зависимости от степени тяжести заболевания. В качестве общего лечения назначается диета, богатая микроэлементами, витаминами, пробиотиками.

При 1-2 степени используется диета, в которую обязательно должны быть включены кисломолочные продукты. В рацион обязательно включаются пищевые волокна и другие полезные вещества.

При 3 степени дисбактериоза помимо питания назначается комплекс пробиотиков. Они подбираются в зависимости от нарушения микробиоценоза ЖКТ.

При 4 степени тяжести лечение предполагает использование лечебного питания, пробиотиков, антибиотики. После проведения ряда исследований, гастроэнтеролог лдц “Нейрон” назначит именно то лечение, которое будет направлено на угнетение вредных бактерий, из-за повышения числа которых возник дисбактериоз. При правильно проведенном лечении, восстановление организма пройдет в самые короткие сроки.

Берегите себя и будьте здоровы!

лдц “Нейрон”

Добавить комментарий

Дисбактериоз кишечника после приема антибиотиков, лечение и симптомы

Организм человека подвергается воздействию антибиотиков не только при приеме антибиотиков в случае каких-то заболеваний у конкретного индивидуума, но и при поедании продуктов (мясо животных или растений), подвергшихся воздействию антибиотиков. При бесконтрольном применении антибиотиков могут возникать негативные последствия для здоровья, например, в кишечнике, после гибели от антибиотиков полезных бактерий, могут отбираться и приобретать преимущества ранее подавленные патогены, которые могут, в свою очередь, вызывать острые заболевания. Изменение микрофлоры под воздействием антибиотиков может влиять и на развитие хронических заболеваний в перспективе, т.к. под воздействием антибиотиков происходят мутации (изменения) в генах бактерий, которые приводят к изменению их влияния на многие физиологические процессы в организме человека, на регуляцию иммунного ответа и обменные процессы (метаболического гомеостаза). Кроме того, воздействие антибиотиков может приводить к развитию устойчивости бактерий к антибиотикотерапии. Такие устойчивые бактерии быстро распространяются в популяции людей и передают устойчивость к антибиотикам другим видам бактерий. Это создает трудности для борьбы с разнообразными бактериальными инфекциями у людей. Антибиотики не помогают. Приходится ученым искать все новые и новые антибиотики и способы борьбы с патогенными бактериями и теми болезнями, которые они вызывают. Ученые и медики обеспокоены такими темпами нарастания устойчивости микрофлоры к антибиотикам и обращаются с призывами прекратить бесконтрольное применение антибиотиков. Антибиотики должен назначать только врач после правильного подбора антибиотика и определения чувствительности патогенных бактерий, вызвавших заболевание, к конкретным антибиотикам. Более того, прием антибиотиков должен быть строго дозированным по количеству и длительности применения. Особенное значение приобретает кишечная микрофлора, которая подвергается вредным изменениям после антибиотикотерапии и становится резервуаром измененных бактерий с генами устойчивости к антибиотикам.

Дисбактериоз после антибиотиков: как появляется патология

Если антибиотики назначаются в несоответствии с дозировкой, самостоятельно, используются некачественные или простроченные препараты, а также, если лечение продлевается без необходимости – все это ухудшает состав микрофлоры, развивая устойчивость к антибиотикам.

В зависимости от применяемых антибактериальных препаратов, как у взрослых, так и у детей, проявляются различные патологические изменения:

  • Аминопенициллины – после неконтролируемого и длительного использования происходит рост стафилококков и стрептококков;
  • Тетрациклины – после попадания внутрь, препараты негативно влияют на слизистую поверхность кишечника, нарушая ее, что приводит к увеличению роста вредных микроорганизмов, в частности клостидий, кандиды и стафилококков.
  • Фунгициды – под действием данных препаратов происходит размножение эшерихий и протейных бактерий.
  • Аминогликозиды – негативно сказываются на росте полезных бактерий.

Антибиотики вызывают такие мутации (изменения) генов у бактерий в кишечнике, которые приводят к тому, что ранее условно-патогенная бактерия становится патогенной и начинает проявлять свои агрессивные свойства, что приводит к острому проявлению заболевания. В частности часто встречаются диареи, связанные с приемом антибиотиков. Так, например, такие микроорганизмы, как Klebsiellapneumoniae (Клебсиелла пневмония) , Staphylococcusaureus (Золотистый стафилококк), Clostridiumdifficile (Клостридия дифициле) могут начать проявлять свою патогенность, что может вызывать у человека, трудноизлечимые, длительные рецидивирующие инфекции и даже потенциально смертельный псевдомембранозный колит. Защитную роль от этих состояний обнаруживают бифидумбактерии. Важно поддерживать их количество в кишечнике, чтобы избежать осложнений.

Кроме того, одним из опасных осложнений антибиотикотерапии у людей с ослабленным иммунитетом является сепсис, когда патогенные бактерии прорываются из кишечника в кровь. Так, было показано, что изменение генов (мутации) у энтерококков и появление у них устойчивости к ванкомицину способствует попаданию его в кровь и сепсису.

У недоношенных детей, которых лечили антибиотиками широкого спектра действия, часто развивался сепсис.

Помимо инфекционных осложнений неконтролируемый и длительный прием антибиотиков может приводить к нарушению иммунного гомеостаза. Так, атопический дерматит, воспалительные и аутоиммунные заболевания, астма являются проявлением дисбактериоза кишечника. Выявлена связь между применением антибиотиков у детей в раннем возрасте, у беременных и развитием этих заболеваний у детей впоследствии. Стало очевидно, что последствия дисбактериоза, вызванного антибиотикотерапией, более выражены, если они появляются в раннем детстве, когда иммунная система ребенка только формируется. В этом случае особенно важную роль играют бифидумбактерии. Их нужное количество в кишечнике и правильное функционирования связывают со становлением и поддержанием иммунологической толерантности (устойчивости) у детей и взрослых.

Синдром раздраженного кишечника, также является частым осложнение дисбактериоза после антибиотикотерапии.

Ожирение является результатом нарушения метаболизма человека и его связывают с дисбактериозом. Это согласуется с тем, что применение антибиотиков используется для повышения веса у сельскохозяйственных животных. Кроме этого, у людей с ожирением применение антибиотиков может приводить к развитию метаболического синдрома, который представляет из себя группу метаболических состояний, которые повышают риск развития сердечно-сосудистых заболеваний, жировой болезни печени (жировой гепатоз), стеатогепатита и диабета 2-го типа.

Выявлена связь с применением антибиотиков и развитием инсулинозависимого диабета 1-го типа. Повторное употребление пенициллина, цефалоспоринов, макролидов и хинолонов приводит к увеличению риска развития диабета 1-го типа. И в этом случае доказана связь с изменением микрофлоры кишечника после антибиотикотерапии.

Применение антибиотиков негативно влияют на способность организма бороться с инфекциями. Они уменьшают способность бифидумбактерий и лактобактерий и других грамположительных микроорганизмов в кишечнике выделять антибиотикоподобные вещества, чтобы бороться с инфекциями.

Антибиотики, уничтожая полезные бактерии, способствуют возникновению истончения слизистой кишечника и хроническому воспалительному процессу в кишечнике. При антибиотикотерапии снижается количество бифидумбактерий и лактобактерий, которые производят в кишечнике короткоцепочечные жирные кислоты: ацетат, пропионат, бутират. Эти соединения являются основными факторами поддержания целостности кишечной стенки, повышают иммунологический и метаболический (обменный) гомеостаз (постоянство) и имеют важные противовоспалительные и противоопухолевые свойства. Их отсутствие при дисбактериозе приводит к целому ряду тяжелых заболеваний, в том числе, к онкологии.

Развитию дисбиоза подвержены люди в любом возрасте, даже если антибиотик подобран с учетом особенностей заболевания, возраста, результатов диагностики и соблюдения необходимой дозировки. Своевременное обнаружение нарушения содержания бифидумбактерий и лактобактерий в кишечнике, и выявление патогенной микрофлоры, позволит подобрать правильные методы восстановления количества полезной микрофлоры и профилактики дисбактериоза. Для этого используются пробиотические препараты. Эффективно восстанавливают нормальное количество полезных бактерий в кишечнике препараты с живыми бифидумбактериями и лактобактериями. Такие бактерии имеют способность приживаться в кишечнике и оставаться в нем. Сухие препараты бактерий, лишенные жизнедеятельности, помогают только временно и выводятся из кишечника после окончания приема. В этой связи очень важно применять во время антибиотикотерапии и после нее кисломолочный пробиотический лечебно-профилактический продукт бифилакт БИОТА с живыми и активными бифидумбактериями, лактобактериями и лечебными продуктами их жизнедеятельности: кислотами, ферментами, витаминами, микроэлементами, антибактериальными веществами, аминокислотами. Биота быстро и эффективно восстанавливает микрофлору кишечника и все ее полезные свойства для организма человека. Эффективность бифилакта БИОТА для лечения и профилактики дисбактериоза доказана клинически в детских и взрослых лечебно-профилактических учреждениях. Бифилакт БИОТА награжден 9-ю Золотыми медалями за качество и функциональность. Достаточно принимать по 1-2 стакана бифилакта БИОТА в день за 20-30 минут до еды или через 40 минут после еды во время антибиотикотерапии и в течение 1,5 – 2 месяцев после окончания применения антибиотиков, чтобы профилактировать дисбактериоз.

Всегда ли возникает дисбактериоз после приема антибиотиков

Антибактериальная терапия назначается при многих патологических процессах и инфекционных заболеваниях, подбор препаратов должен проводить только лечащий врач на основании диагностики. Но даже самый точный поход и соблюдений всех рекомендаций, в том числе дозировки препарата не может дать гарантию того, что через некоторое время не появиться дисбактериоз.

Также некоторые пациенты самостоятельно продлевают лечения или проводят антибактериальную профилактику, что категорически нельзя. Поэтому можно сделать вывод, что при любых обстоятельствах избежать нарушения микрофлоры не удастся, разница лишь в тяжести течения и проявления симптоматики.

Необходимо учесть, что данная патология может появиться даже у детей, находящихся на грудном вскармливании, если во время беременности женщина принимала антибактериальные препараты.

Симптомы дисбактериоза

После приема антибактериальных препаратов, дисбактериоз может развиться не только в кишечнике, но и половых органах, по-другому называется кандидоз или молочница. При таком течении больной испытывает дискомфорт в интимной зоне, появляются творожистые выделения и кислый неприятный запах. Такое состояние требует обязательного лечения, поскольку кандидоз может привести к развитию осложнений, в том числе сказаться на репродуктивной системе. Очень часто, вагинальный дисбактериоз сопровождается сильным зудом влагалища и половых органов. При несвоевременном лечении и присоединении других патологий появляется боль внизу живота, что может указывать на воспалительный процесс.

При дисбактериозе кишечника у больного появляется тошнота, изжога, вздутие живота, нарушается стул. Симптомы дисбактериоза могут появиться как через сутки после начала приема антибиотиков, так и по окончанию лечения. Нередко можно встретить сочетание вагинального и кишечного дисбактериоза.

Сразу после появления симптоматики необходимо проконсультироваться с врачом.

Признаки дисбактериоза

Признаки дисбактериоза зависят от тяжести патологического процесса, происходящего в кишечнике. Нарушение микрофлоры проявляется в следующих признаках:

  • появление болей в животе;
  • нарушение стула, смена диареи запорами;
  • дискомфорт в области живота;
  • тошнота;
  • потеря аппетита;
  • вздутие, повышенное газообразование;
  • изменение цвета фекалий;
  • иногда боль в голове;
  • раздражение в заднем проходе.

В детском возрасте, помимо данной симптоматики, дисбиоз сопровождается режущими болями в животе, которые проходят после опорожнения кишечника. Также ребенка может мучить тошнота, слабость и беспокойный сон.

Если антибактериальная терапия была проведена правильно, с выполнением всех рекомендаций врача, то симптомы присутствуют частично и имеют вялотекущий характер. Если же антибиотики были использованы самостоятельно либо без учета дозировки, то у больного отмечается совокупность признаков, что значительно ухудшает качество жизни. Дисбактериоз II-IV стадии обязательно нужно лечить.

Дисбактериоз кишечника после приема антибиотиков. Лечение и симптомы. Терапия дисбактериоза

Лечебные мероприятия по восстановлению состава микрофлоры могут потребовать продолжительного времени. Для того чтобы терапия была эффективной, необходимо обратиться к специалисту, который после ряда обследований и на основании жалоб больного сможет подобрать максимально эффективное средство от дисбактериоза.

При любом течении заболевания лечение включает в себя следующие пункты:

  • прием лекарственных препаратов, помогающих нормализовать микрофлору кишечника и восстановить баланс между полезными и патогенными микроорганизмами;
  • включение в терапию бактериофагов, которые помогают подавить рост и численность вредных бактерий, предназначенных для лечения 1 и 2 степени дисбиоза;
  • соблюдение правил питания, которое заключается в исключении группы продуктов, способствующих размножению вредных бактерий и включение пробиотических продуктов, богатых живыми полезными микроорганизмами.

От того, насколько будет правильно и эффективно проведено лечение зависит дальнейшее состояние здоровье кишечника. Поскольку флора кишечника очень чувствительна к внешним раздражителям, то очень важно соблюдать все рекомендации по комплексному лечению и методам профилактики, что поможет снизить до минимума риск развития дисбиоза в будущем.

Терапия дисбиоза основывается не только на тяжести течения болезни, но и причинах развития. Эффективность и исход лечения может быть только при условии комплексного подхода, который состоит из следующих восстановительных мероприятий:

  • восстановление уровня бактерий;
  • восстановление опорожнения кишечника;
  • восстановление иммунной защиты;
  • возобновление транспортировки питательных веществ, получаемых из пищи в межклеточное пространство, кровь и лимфатическую систему.

Лекарственные препараты позволяют восстановить микрофлору кишечника, устранить неприятную симптоматику болезни, а также скорректировать иммунитет.
Наиболее эффективно восстанавливает бифидумбактерии и лактобактерии в кишечнике кисломолочный пробиотический продукт лечебно-профилактического питания бифилакт БИОТА, в котором эти бактерии находятся в живом состоянии, что позволяет им адгезироваться (прикрепляться) не стенки кишечника и эффективно размножаться.

Восстановительная диета

Для того чтобы избавиться от дисбактериоза одного медикаментозного лечения недостаточно, требуется пересмотреть свое питание, исключив все продукты, которые могут ухудшить течение болезни, вызывать процессы гниения и брожения, повышенное газообразование, воспаление и боли в животе.

Весь дневной рацион следует разделить на 4 приема пищи с равными промежутками времени, данному распорядку необходимо строго придерживаться. Если дисбиоз сопровождается жидким стулом, то из рациона необходимо исключить послабляющие продукты, а именно сырые фрукты и овощи, жирное мясо и рыбу, молочные продукты, газированные напитки и сдобную выпечку, которые оказывают раздражающее воздействие на кишечник.

Если при дисбактериозе у больного нарушается опорожнение кишечника, необходимо включить в рацион растительные масла и кисломолочные продукты, исключив крепкий кофе, чай, рис, шоколад и картофель.

Во время восстановления флоры кишечника необходимо снизить до минимума потребление капусты и бобовые продукты, которые способствуют повышению газообразования. Улучшить эффективность принимаемых препаратов можно яблоками, клюквой, малиной и черникой – продуктами, обладающие антимикробными свойствами и позволяющие восполнить недостатков важных микроэлементов и витаминов, при условии отсутствия на них негативной реакции организма.

Перечень продуктов, которые необходимо включить в свой рацион:

  • растительное и сливочное масло;
  • продукты пчеловодства;
  • некрепкий чай, компоты и кисели;
  • овощи и фрукты, в тушенном или запеченном виде;
  • ягоды;
  • отварное или тушенное нежирное мясо;
  • вареные куриные яйца или омлет;
  • кисломолочные продукты – бифилакт БИОТА;
  • молоко и сметану в малых количествах можно включать в готовые блюда или использовать для их приготовления;
  • пшено, греча, кукуруза и рис в виде каши;
  • овощные супы.

Продукты, которые необходимо исключить из меню:

  • продукты, содержащие, добавки, красители и консерванты;
  • восточные сладости, конфеты, шоколад;
  • крабовые палочки и другие имитированные рыбные продукты;
  • приправы;
  • острое, копченное;
  • консервы;
  • маринованные продукты;
  • сыр, сладкие йогурты, мороженое;
  • жирное мясо и рыба;
  • сосиски, колбасы, фастфуд.

Меню можно составить самостоятельно или обратиться за помощью к специалисту.

Лекарства

Восстановление баланса микроорганизмов способствуют следующие группы препаратов:

  1. Бактериофаги – помогают уничтожить вредные микроорганизмы. Поскольку данная группа не является токсичной, их можно применять при лечении дисбиоза у новорожденных.
  2. Пребиотики – после попадания внутрь, обволакивают верхние отделы желудочно-кишечного тракта, что создает благоприятные условия для роста полезных бактерий.
  3. Пробиотики – помогают восстановить микрофлору кишечника, могут содержаться в продуктах (пробиотический кисломолочный продукт лечебно-профилактического питания бифилкат БИОТА), медикаментах и БАДах.
  4. Энтеросептики – предназначены для лечения тяжелых форм дисбактериоза, после попадания внутрь уничтожает пагубные бактерии, не затрагивая полезные.
  5. Сорбенты – для снятия интоксикации.
  6. Препараты для иммунитета.
  7. Ферменты для улучшения переваривания пищи.

На сегодняшний день существует большое количество пробиотических препаратов, предназначенных для лечения дисбактериоза, но к самым популярным и эффективным относятся следующие медикаменты:

  1. Кисломолочный пробиотический продукт лечебно-профилактического питания бифилакт БИОТА с живыми бифидумбактериями, лактобактериями. Подходит для профилактики и лечения дисбактериоза у детей и взрослых. Уникальный запатентованный продукт с доказанной высокой клинической эффективностью.
  2. Линекс – выпускаются в капсулах, применяется одновременно с антибиотиками, не имеет побочных эффектов и противопоказаний.
  3. Хилак Форте – выпускается в виде жидкости, разрешено одновременно использовать с антибактериальными препаратами, а также во время беременности и кормления грудью. Подходит для лечения дисбактериоза в любом возрасте, не имеет противопоказаний и побочных эффектов.
  4. Пробифор – сироп для нормализации микрофлоры кишечника, предназначен для ежедневного применения. Совместим с другими препаратами, в том числе с антибиотиками. Разрешено использовать детям от 6 месяцев.
  5. БифидумБактерин – выпускается в капсулах или порошке для разведения эмульсии. Использование в детском возрасте, а также в период беременности и лактации только при назначении врача. Запрещено использовать при подтверждении кандидоза, а также во время лечения антибиотиками.
  6. БиоБактон – выпускается в виде жидкости, разрешено использовать с детского возраста. При наличии кандидоза и аллергической реакции необходимо отменить прием, противопоказано употреблять одновременно с антибактериальными лекарствами.
  7. Ацилакт – выпускается в таблетированной форме и в виде суспензии, запрещено использовать детям младше трех лет. При применении может быть отмечено появление аллергии, разрешено к использованию при лечении антибиотиками. При необходимости лечения во время беременности, требуется консультация врача.
  8. Лактобактерин – выпускается в таблетках и порошке для разведения суспензии, не рекомендуется использовать во время лечения антибиотиками, а также при обнаружении кандидоза. При ежедневном использовании может развиться аллергия.

Также, для лечения дисбактериоза специалист может назначить ректальные свечи, разрешенные к применению детям и взрослым: Виферон, Левомецитин, Анузол, Простопин, Лактонорм, Бифинорм – позволяют не только предотвратить воспалительный процесс в кишечнике, но и снабдить его полезными бактериями.

Антибиотики и дисбактериоз. Шаги к здоровью. Социальный проект для детей и родителей, врачей-педиатров

Применение антибиотиков – распространенное явление в сегодняшней медицине. К сожалению, их использование может приводить к нежелательным последствиям, одним из которых является дисбактериоз.

Дисбактериоз – нарушение баланса микрофлоры. Он может развиваться в кишечнике, полости рта, на коже и т.д.
При использовании антибактериальных препаратов наиболее часто дисбактериоз развивается в органах желудочно-кишечного тракта.

Дисбактериоз кишечника

Основные его симптомы:

  • боли в животе,
  • запор или понос,
  • метеоризм.

Появление этих жалоб у Вашего ребенка на фоне применения антибиотиков может говорить о развитии дисбактериоза.

Дисбактериоз полости рта

Это другой вариант нежелательных эффектов от приема антибиотиков. Могут развиваться грибковые поражения слизистой ротовой полости. Стоит отметить, что важную роль здесь играет снижение иммунитета, и эти осложнения характерны при длительном приеме антибиотиков.

Что делать при дисбактериозе

Для профилактики дисбактериоза одновременно с антибактериальной терапией желательно использование пробиотиков, которые содержат штаммы бифидо- и лактобактерий, имеющих устойчивость к конкретному антибиотику. В противном случае большинство бактерий, содержащихся в пробиотическом препарате, попросту погибнут.

При выборе препаратов для профилактики учитывают

  • применяете ли Вы антибиотик сейчас,
  • какой антибиотик Вы используете,
  • наличие противопоказаний к использованию про- и пребиотиков.

Целесообразно комбинировать пробиотики и пребиотики. Пребиотические препараты не содержат полезных бактерий, но имеют в своем составе субстрат для их размножения. Желательно продолжать применять препараты после отмены антибиотика в течении минимум двух недель, так как восстановление микрофлоры кишечника – длительный процесс.

При грибковых поражениях применяют местные противогрибковые препараты, антисептики и местные пробиотики.

При возникновении дисбактериоза лечение проводит врач. Не пытайтесь проводить его самостоятельно, так как дисбактериоз может быть проявлением многих других заболеваний.

 

Щербина А.А.

кафедра детских болезней ФПО ЗГМУ

Поделитесь ссылкой на страницу:

Дисбактериоз кишечника, вызванный антибиотиками, вызывал изменения поведения и активацию нейронов в различных областях мозга у мышей | Молекулярный мозг

Животные

Самцов мышей C57BL/6J (возраст 6 недель) приобретали в Центре экспериментальных животных Медицинского университета ВВС (Сиань, Китай). Их содержали в пластиковых клетках в контролируемых лабораторных условиях (температура: 21–24 ℃; 12-часовой цикл свет/темнота: свет с 9:00 до 21:00) с едой и водой вволю.После недельной акклиматизации мышей случайным образом разделили на четыре группы по девять мышей в каждой, а именно: группа А (контрольная группа; простая вода в течение 3 недель), группа Б (группа с дисбактериозом; вода с антибиотиками АСК в течение 3 недель), группа C (группа солевого раствора; вода с антибиотиками ASC в течение 3 недель, а затем обычная вода в течение 2 недель), группа D (группа пробиотиков; вода с антибиотиками ASC в течение 3 недель, а затем пробиотики в течение 2 недель). Противомикробный коктейль ASC представляет собой смесь ампициллина (Macklin, Шанхай, Китай), стрептомицина (Macklin, Шанхай, Китай), клиндамицина (Macklin, Шанхай, Китай) и стерильной питьевой воды в конечной концентрации 1 г/л, как и ранее. описано [4, 11].В то время как в группе C и D наблюдался обратный курс с заменой смеси антибиотиков ASC на питьевую воду или пробиотики (живые комбинированные таблетки Bifidobacterium и Lactobacillus, Внутренняя Монголия Shuang Qi Pharmaceutical Co., Ltd. КНР, Внутренняя Монголия, Китай) в течение еще 2 недели. Затем мышей в каждой группе подвергали анализу кишечной микробиоты, серии поведенческих тестов, включая тревожность, депрессию, тест на реакцию на боль и тест на когнитивную память, а также иммуноокрашивание на белок Fos.

Чтобы свести к минимуму стресс окружающей среды, всем мышам в каждой группе (N = 6 мышей) было разрешено адаптироваться к среде в комнате для поведенческих тестов (12-часовой цикл свет/темнота, 22℃, относительная влажность воздуха 50%) за 3 дня до тестирования .В течение следующих недель мышей подвергали серии поведенческих тестов, как показано на рис. 1.

Тревожное поведение

Приподнятый крестообразный лабиринт (EPM). На следующий день мышей подвергли тест-системе EPM, состоящей из двух открытых рукавов (30 см × 5 см) и двух закрытых рукавов (30 см ×5 см ×15 см), как описано в предыдущих исследованиях [33]. Их по отдельности помещали на центральную квадратную платформу (5 см × 5 см) на высоте 70 см над полом, носом к закрытой руке, и им давали возможность исследовать в течение 5 мин.Затраченное время и общее пройденное расстояние регистрировались с помощью системы отслеживания движения и рассчитывались с помощью анализирующей системы (Shanghai Mobile Datum Information Technology, Шанхай, Китай).

Испытание в открытом поле (OFT). Мышей помещали в систему OFT, которая состояла из 8 квадратных камер (50 см × 50 см × 45 см) [6]. Их горизонтальное перемещение было обнаружено системой отслеживания движения, а центральное расстояние и общее расстояние перемещения были проанализированы с помощью аналитического программного обеспечения (Shanghai Mobile Datum Information Technology, Шанхай, Китай).

Депрессивное поведение

Тест подвешивания за хвост (TST). Мышей подвешивали на высоте 50 см над полом с помощью клейкой ленты, наложенной примерно на 1 см от кончика хвоста, на 5 мин. Продолжительность неподвижности контролировали и записывали в секундах с помощью регистратора времени. Неподвижность мышей определяли как отсутствие направленных на побег движений и полную неподвижность в подвешенном состоянии.

Испытание на разбрызгивание. Этот тест был основан на поведении груминга, которое проводилось путем испарения 10% раствора сахарозы на спинной покров мышей, как описано в предыдущем исследовании [14].Латентность и частота ухаживания оценивались в течение 5 минут, а затем анализировались.

Когнитивная память

Тест водного лабиринта Морриса (MWMT). Эффективность обучения и памяти оценивали в круглом резервуаре (диаметром 120 см), наполненном белой непрозрачной водой при температуре примерно 21 ℃. Неподвижная платформа (диаметром 10 см) оставалась постоянной и была погружена на 1 см ниже поверхности воды в целевом квадранте. Вдоль стен, окружающих резервуар, были размещены эталонные реплики разных цветов и форм.Во время тестирования со скрытой платформой мышей осторожно помещали в резервуар и случайным образом меняли точки входа в четырех квадрантах. Мышей аккуратно подвели к скрытой платформе, если они не смогли найти ее в течение 60 с, и оставили на платформе на 15 с. Во время тренировочных экспериментов поведение мыши регистрировалось с помощью системы отслеживания движения, а задержка выхода рассчитывалась с помощью анализирующей системы (Shanghai Mobile Datum Information Technology, Шанхай, Китай) в день тестирования. На 6-й день скрытая платформа была удалена и проведен зондовый тест.Регистрировалась скорость плавания и количество пересечений области, где раньше находилась скрытая платформа.

Болевое поведение

Тест порога отдергивания лапы. Мышей содержали в боксах Lucite над проволочной сеткой и акклиматизировали в течение 30 минут, как описано в предыдущих исследованиях[28, 34]. Серия из нитей фон Фрея (0,008, 0,02, 0,04, 0,16, 0,4, 0,6, 1, 1,4, 2 г) с различными изгибающими усилиями (по 0,078, 0,196, 0,392, 1,568, 3,92, 5,88, 19,7, , 19,6 мН) прикладывали к подошвенной поверхности задней лапы до тех пор, пока мыши не отстранятся от раздражителя.Наименьшую силу, при которой была получена реакция отдергивания, принимали за порог отдергивания па.

Спонтанная боль

Висцеральная боль определялась по позам мыши, включая облизывание живота без других действий по уходу, прижатие живота к полу, втягивание живота и растяжение всего тела, как описано в предыдущем исследовании [6].

16S рРНК qPCR

Моменты времени образцов фекалий, собранных в четырех группах, показаны на рис.1. ДНК выделяли из образцов кала, подвергнутых быстрой заморозке на сухом льду, с помощью набора TIANamp Stool DNA (компания Tiangen Biotechnology, Пекин, Китай) в соответствии с инструкциями производителя. Численность конкретных бактериальных групп измеряли с помощью количественной ПЦР с использованием родоспецифичных праймеров для гена 16S рРНК (таблица 1) и набора SuperReal PreMix Plus SYBR Green (компания Tiangen Biotechnology, Пекин, Китай). количественную ПЦР проводили в системе обнаружения ПЦР в реальном времени (Bio-Rad, Hercules, CA). Бактериальную ДНК количественно определяли с использованием стандартных кривых, построенных с эталонными бактериями, специфичными для каждой анализируемой группы бактерий.

Fos-картирование

Гистология. Мышей трех групп глубоко анестезировали, а затем транскардиально перфузировали 0,9% солевым раствором (50 мл), а затем 4% параформальдегидом (PFA, 100 мл, PH 7,4). Мозг извлекали немедленно, затем фиксировали в 4% PFA в течение 4 ч и подвергали криозащите с помощью 0,1 М PB, содержащего 4 % (вес/объем) сахарозы, при 4 ℃ до разрезания. Серийные коронковые срезы толщиной 30 мкм были сделаны с использованием замораживающего микротома (Kryostat 1720, Leitz, Мангейм, Германия). Затем срезы промывали 0.01 М раствор фосфатного буфера (PBS, рН 7,4) и трижды промывали по 10 мин. Срезы предварительно инкубировали в блокирующем растворе (PBS, содержащем 1% альбумина бычьей сыворотки, 0,3% Triton X-100) в течение 1 ч, а затем инкубировали с первичной антисывороткой против c-Fos (1:400, Abcam, Кембридж, Массачусетс). , США) на ночь. Затем срезы промывали, а затем инкубировали в растворах вторичных антител кролика против мыши, конъюгированных с Alexa Fluor (AF) 488 (1:400), в течение 4 часов при комнатной температуре. Затем срезы тщательно промывали PBS, инкубировали с DAPI (D9542, Sigma, США) в соотношении 1:1000 в PBS, а затем помещали на предметные стекла микроскопа и закрывали покровным стеклом.Изображения были получены с использованием виртуального предметного микроскопа (VS120, Olympus, Япония). Изображения анализировали с помощью программного обеспечения CellSens Dimension (Olympus, Япония).

Статистический анализ

Все данные были собраны экспериментаторами, которые не знали условий содержания подопытных животных. Статистический анализ проводился с помощью GraphPad Prism 8 (версия 8.0.2). Статистическую значимость оценивали с помощью однофакторного дисперсионного анализа (критерий множественных сравнений Тьюки) и двухфакторного дисперсионного анализа (критерий множественных сравнений Сидака).Анализируемые числа (n) для каждого эксперимента проиллюстрированы в основных текстовых разделах соответствующих подписей к рисункам. Данные были представлены в виде среднего  ± S.E.M. В этом исследовании был выбран порог статистической значимости P  < 0,05.

Систематический обзор и метаанализ связи антибиотиков с дисбактериозом микробиома кишечника у детей.

У детей такие заболевания, как астма, ювенильный артрит, диабет 1 типа, болезнь Крона и психические расстройства, связаны с приемом антибиотиков.Может существовать связь между основными механизмами и дисбактериозом микробиома кишечника. Была проанализирована связь между антибиотиками и изменением микробиоты кишечника у детей. Для поиска использовались MEDLINE, EMBASE и Web of Science. Исследования, изучающие взаимосвязь между антибиотиками и дисбактериозом микробиома кишечника; дети в возрасте от 0 до 18 лет; молекулярные методологии оценки; результаты по богатству, разнообразию или составу микробиома были подходящими. Шкала Ньюкасла-Оттавы или Кокрановский инструмент риска систематической ошибки использовались для оценки качества.Мета-анализ был жизнеспособным. Всего было найдено 4668 статей, 12 из которых находятся в стадии окончательного анализа (5 РКИ, 5 когортных исследований и 2 поперечных исследования). В трех исследованиях изучалось богатство микробиома, видовое разнообразие в 6 и видовой состав в 10. Доказательства были хорошего или приемлемого качества. Существенное уменьшение разнообразия и уменьшение богатства было обнаружено в 5 и 3 исследованиях соответственно. В два раза дольше, чем пенициллин, воздействие макролидов и меньшее богатство были связаны. Протеобактерии, такие как E.coli показали значительное увеличение (4 исследования), в то время как Bifidobacteria (5 исследований) и Lactobacillus (2 исследования) показали значительное снижение. Значительное снижение альфа-разнообразия (индекс Шеннона: средняя разница -0,86 (95% ДИ -1,59, -0,13) было обнаружено метаанализом РКИ по влиянию воздействия макролидов (азитромицина) на микробиом кишечника. связь между воздействием антибиотиков и снижением разнообразия и богатства микробиома, а также изменением численности бактерий.Воздействие антибиотиков было связано с уменьшением разнообразия и богатства микробиома, а также с изменением численности бактерий. При назначении антибиотиков детям следует учитывать риск возникновения дисбактериоза в микробиоме.

 

Ссылка: www.tandfonline.com/doi/full/10.1080/19490976.2020.1870402

 

Прототип биомаркера может распознавать здоровую, разрушительную микробиоту кишечника

Индекс здоровья микробиома для постантибиотического дисбиоза был разработан для улучшения понимания и управления рисками, связанными с приемом антибиотиков.

Первый в своем роде биомаркер-прототип от Ferring Pharmaceuticals и Rebiotix позволяет отличать постантибиотические нарушения в микробиоте кишечника человека, известные как дисбиоз, от здоровой микробиоты кишечника.

Согласно пресс-релизу, Индекс здоровья микробиома для постантибиотического дисбактериоза (MHI-A) был разработан для улучшения понимания и управления рисками, связанными с приемом антибиотиков. Это может помочь в разработке живых биотерапевтических продуктов, которые, по мнению экспертов, могут стать новым классом лекарств.

Микробиом кишечника представляет собой невероятно разнообразное микробное сообщество, необходимое для здоровья человека, хотя антибиотики часто нарушают состав и разнообразие микробиома. Это нарушение является фактором риска для многих серьезных заболеваний, включая инфекцию C. difficile и возможные рецидивы.

Хотя влияние использования антибиотиков на дисбактериоз задокументировано, измерение дисбактериоза является сложным, и подходы часто различаются между исследованиями, что оставляет потребность в простом биомаркере для определения состава кишечной микробиоты и помощи в принятии диагностических решений, согласно исследованию.

«Этот биомаркер обеспечивает краткую метрику для оценки сложных изменений в микробиоме участников испытаний до и после лечения, расширяя наше понимание восстановления микробиома после использования антибиотиков», — сказал ведущий автор Кен Блаунт, доктор философии, главный научный сотрудник Rebiotix и вице-президент по исследованиям микробиома в Ferring Pharmaceuticals, в пресс-релизе.

Инфекция C. diff представляет собой серьезное и потенциально смертельное заболевание, при котором бактерии вызывают изнурительные симптомы, включая сильную диарею, лихорадку, болезненность или боль в желудке, потерю аппетита, тошноту и колит.По оценкам, он вызывает около полумиллиона заболеваний и десятки тысяч ежегодных смертей в Соединенных Штатах каждый год, и CDC объявил его угрозой общественному здравоохранению, требующей срочных и немедленных действий.

Заражение C. diff часто вызывает цикл рецидивов со значительным бременем для пациентов и системы здравоохранения. До 35% из случаев C. diff рецидивируют после первоначальной диагностики, и лица, у которых был рецидив, подвергаются значительно более высокому риску дальнейшего заражения.Согласно пресс-релизу, восстановление микробиома кишечника все чаще воспринимается как многообещающий вариант лечения рецидивирующей инфекции C. diff .

Алгоритм MHI-A был разработан для дифференциации постантибиотического дисбактериоза от здоровой микробиоты. Он делает это, используя относительное количество бактерий, которые естественным образом присутствуют в микробиоме кишечника и связаны со здоровьем[DJ1]. Согласно пресс-релизу, исследование показало, что MHI-A с высокой точностью позволяет отличить постантибиотический дисбиоз от здоровой микробиоты.

MHI-A был разработан с использованием лонгитюдных данных более чем 200 пролеченных пациентов в рамках 3 контролируемых клинических испытаний с ведущими исследовательскими живыми биотерапевтическими продуктами на основе микробиома для снижения рецидивирующей инфекции C. diff . Это было подтверждено с использованием опубликованных данных, описывающих микробиом нескольких здоровых и получавших антибиотики групп населения.

Значения MHI-A были одинаковыми для нескольких здоровых популяций и значительно менялись при лечении антибиотиками, которые, как известно, изменяют состав микробиоты.Кроме того, значения смещались меньше при приеме антибиотиков, сохраняющих микробиоту.

Согласно пресс-релизу, исследователи пришли к выводу, что MHI-A является многообещающим биомаркером постантибиотического дисбактериоза и последующего восстановления. Это также может быть полезно для ранжирования воздействия антибиотиков, разрушающего микробиоту, и в качестве фармакодинамической меры восстановления микробиоты.

ССЫЛКА

Frontiers in Microbiology публикует статью с подробным описанием нового микробиомного биомаркера постантибиотических нарушений микробиоты кишечника.Выпуск новостей. Деловой провод; 7 января 2022 г. По состоянию на 13 января 2022 г. Пост-антибиотические нарушения в кишечной микробиоте

(PDF) Дисбактериоз кишечника, вызванный антибиотиками, вызывал поведенческие изменения и активацию нейронов в различных областях мозга у мышей

Страница 10 из 10

Wanget al. Mol Brain (2021) 14:49

Конкурирующие интересы

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих или финансовых интересов.

Сведения об авторе

1 Институт медицинских исследований Северо-Западного политехнического университета, Сиань,

Шэньси 710072, КНР. 2 Кафедра анатомии человека, гистологии

и эмбриологии и К.К. Leung Brain Research Center, The Air Force Medical

University, No. 169 Changle West Road, Сиань 710032, Китай. 3 Отделение анестезиологии

, Главный госпиталь Тибетского военного округа, Лхаса, Тибет

850007, П.Р.Китай. 4 Кафедра биомедицинской инженерии, ВВС

Медицинский университет, Сиань, Китай. 5 Ключевая лаборатория космической биологии

и биотехнологии, Школа наук о жизни, Северо-Западный политехнический университет,

, Сиань, Китай. 6 Кафедра нейрохирургии, Университет Фудань Шанхай

Онкологический центр, 270 Dongan Road, Xuhui 200032, Шанхай, Китай.

Получено: 2 января 2021 г. Принято: 19 февраля 2021 г.

Ссылки

1.Крайан Дж.Ф., Динан Т.Г. Микроорганизмы, изменяющие сознание: влияние

кишечной микробиоты на мозг и поведение. Нат Рев Нейроски.

2012;13(10):701–12.

2. Хукс К.Б., Консман Дж.П., О’Мэлли М.А. Исследование микробиоты, кишечника и мозга: критический анализ

. Behav Brain Sci. 2018; 8:1–40.

3. Шампань-Йоргенсен К., Кунце В.А., Форсайт П., Биненшток Дж., Маквей

Нойфельд К.А. Антибиотики и нервная система: больше, чем просто

микробов? Мозг Behav Immun.2019;77:7–15.

4. Guida F, Turco F, Iannotta M, De Gregorio D, Palumbo I, Sarnelli G, et al.

Нарушение микробиоты, вызванное антибиотиками, вызывает эндоканнабиноидные

изменения купола кишечника, нейроглиальную реорганизацию гиппокампа и депрессию

у мышей. Мозг Behav Immun. 2018;67:230–45.

5. Ding W, You Z, Chen Q, Yang L, Doheny J, Zhou X, et al. Микробиота кишечника

влияет на нейропатическую боль посредством модулирования провоспалительных и

противовоспалительных Т-клеток.Анестезия Анальгезия. 2020.

6. Чжан М.М., Лю С.Б., Чен Т., Кога К., Чжан Т., Ли Ю.К. и соавт. Влияние NB001

и габапентина на вызванную синдромом раздраженного кишечника поведенческую тревогу

и спонтанную боль. Мол Мозг. 2014;7:47.

7. Мирин Ф., Лейси Б.Е., Чанг Л., Чей В.Д., Лембо А.Дж., Симрен М. и др. Кишечник

расстройства. Гастроэнтерология. 2016;8:65.

8. Рой Саркар С., Митра Мазумдер П., Банерджи С. Пробиотики защищают от кишечного

дисбиоза, связанного со снижением обучаемости и памяти.J Нейроиммунол.

2020;348:577390.

9. O’Mahony SM, Felice VD, Nally K, Savignac HM, Claesson MJ, Scully P, et al.

Нарушение микробиоты кишечника в раннем возрасте избирательно влияет на

висцеральную боль во взрослом возрасте, не влияя на когнитивное или связанное с тревогой поведение

у самцов крыс. Неврология. 2014; 277:885–901.

10. Лю М.Г., Чен Дж. Роль образования гиппокампа в обработке информации о боли

. Нейроски Бык.2009;25(5):237–66.

11. Ламаус-Смит Э.С., Ценг А., Штарнбах М.Н. Кишечная флора необходима

для поддержки ответа антител на системную иммунизацию у новорожденных и

стерильных мышей. ПЛОС ОДИН. 2011;6(11):e27662.

12. Theodorou V, Ait Belgnaoui A, Agostini S, Eutamene H. Влияние ком-

менструальных препаратов и пробиотиков на висцеральную чувствительность и боль при синдроме раздраженного кишечника

. Кишечные микробы. 2014;5(3):430–6.

13.Сунь Л., Ма Л., Чжан Х., Цао И., Ван С., Хоу Н. и др. Дефицит Fto снижает

тревожное и депрессивное поведение у мышей за счет изменений в кишечной

микробиоте. Тераностика. 2019;9(3):721–33.

14. Yalcin I, Bohren Y, Waltisperger E, Sage-Ciocca D, Yin JC, Freund-Mercier

MJ, et al. Зависимая от времени история расстройств настроения у мышиной модели

нейропатической боли. Биол психиатрия. 2011;70(10):946–53.

15. Моррис Р. Разработка процедуры водного лабиринта для изучения пространственного

обучения у крыс.J Neurosci Методы. 1984;11(1):47–60.

16. Чжао М.Г., Тойода Х., Ли Ю.С., Ву Л.Дж., Ко С.В., Чжан Х.Х. и др. Роль рецептора подтипа NMDA

NR2B в префронтальной долговременной потенциации и контекстуальной памяти о страхе. Нейрон. 2005;47(6):859–72.

17. Koga K, Descalzi G, Chen T, Ko HG, Lu J, Li S, et al. Сосуществование двух

форм LTP в АКК обеспечивает синаптический механизм взаимодействия

между тревогой и хронической болью. Нейрон.2015;85(2):377–89.

18. Wang GQ, Cen C, Li C, Cao S, Wang N, Zhou Z, et al. Деактивация

возбуждающих нейронов в прелимбической коре через Cdk5 способствует болевой чувствительности и

тревоге. Нац коммун. 2015;6:7660.

19. Yang H, Shan W, Zhu F, Yu T, Fan J, Guo A, et al. Картирование C-Fos и характеристики ЭЭГ

нескольких областей мозга мышей в модели мышей, индуцированных пентилентеттразолом-

. Нейрол Рез. 2019; 8:1–13.

20.Сото М., Херцог С., Пачеко Дж. А., Фудзисака С., Буллок К., Клиш С. Б. и др. Микробиота кишечника

модулирует нейроповедение посредством изменений чувствительности мозга к инсулину

и обмена веществ. Мол Психиатрия. 2018;23(12):2287–301.

21. Ojima MN, Gotoh A, Takada H, Odamaki T, Xiao JZ, Katoh T, et al. Bifido-

бактерия bifidum подавляет воспаление кишечника, вызванное повторяющимся

нарушением антибиотикотерапии, без восстановления разнообразия кишечного микробиома у

мышей.Фронт микробиол. 2020;11:1349.

22. Вайс Г.А., Хеннет Т. Механизмы и последствия дисбактериоза кишечника

. Cell Mol Life Sci. 2017;74(16):2959–77.

23. Li B, He Y, Ma J, Huang P, Du J, Cao L, et al. Легкие когнитивные нарушения имеют

изменений, подобных болезни Альцгеймера в микробиоте кишечника. Альцгеймер

Деменция. 2019;15(10):1357–66.

24. Mayer EA, Savidge T, Shulman RJ. Взаимодействия кишечно-мозгового микробиома и

функциональных расстройств кишечника.Гастроэнтерология. 2014;146(6):1500–12.

25. Esquerre N, Basso L, Defaye M, Vicentini FA, Cluny N, Bihan D, et al. Колит‑

индуцированное микробное возмущение способствует поствоспалительной висцеральной

гиперчувствительности. Селл Мол Гастроэнтерол Гепатол. 2020;10(2):225–44.

26. Aguilera M, Cerda-Cuellar M, Martinez V. Дисбиоз, вызванный антибиотиками

, изменяет взаимодействие хозяин-бактерия и приводит к сенсорным и моторным

изменениям толстой кишки у мышей.Кишечные микробы. 2015;6(1):10–23.

27. Frohlich EE, Farzi A, Mayerhofer R, Reichmann F, Jacan A, Wagner B, et al.

Когнитивные нарушения при дисбиозе кишечника, вызванном антибиотиками: анализ связи кишечника

микробиота-мозг. Мозг Behav Immun. 2016;56:140–55.

28. Chen T, Taniguchi W, Chen QY, Tozaki-Saitoh H, Song Q, Liu RH, et al. Верх-

нисходящее облегчение спинальной сенсорной возбуждающей передачи

от передней поясной коры.Нац коммун. 2018;9(1):1886.

29. Bliss T, Collingridge G, Kaang B, Zhuo M. Синаптическая пластичность в

передней поясной коре при острой и хронической боли. Нат Рев Нейроски.

2016;17(8):485–96.

30. Zhuo M. Нервные механизмы, лежащие в основе взаимодействий тревоги и хронической боли

. Тренды Нейроси. 2016;39(3):136–45.

31. Шайрс К.Л., Аглтон Дж.П. Картирование немедленно-ранней активности генов у крыс

после обучения в водном лабиринте: важность соответствующих контрольных

условий.Евр Джей Нейроски. 2008;28(5):982–96.

32. Мораис Л.Х. Шрайбер HLt. Nat Rev Microbiol: Mazmanian SK. Кишечник

ось микробиота-мозг в поведенческих и мозговых расстройствах; 2020.

33. Ван Дж., Ли Чж., Фэн Б., Чжан Т., Чжан Х., Ли Х. и др. Кортикотригеминальные

проекции от островковой коры к каудальному подъядру тройничного нерва

регулируют орофациальную боль после повреждения нерва с помощью внеклеточного сигнала — регулируемая активация киназы

в нейронах островковой коры.Неврологи передней клетки.

2015;9:493.

34. Chen T, Wang W, Dong YL, Zhang MM, Wang J, Koga K, et al. Постсинаптическая

вставка рецептора AMPA в кортикальные пирамидные нейроны в передней части поясной извилины после повреждения периферического нерва. Мол Мозг. 2014;7:76.

Примечание издателя

Springer Nature остается нейтральной в отношении

юрисдикционных претензий в опубликованных картах и ​​институциональной принадлежности.

Влияние лечения тремя антибиотиками, ванкомицином, неомицином и AVNM на микробиом кишечника у мышей C57BL/6

Abstract

Высшие организмы, особенно млекопитающие, содержат разнообразную микробиоту в кишечнике, которая играет важную роль в поддержании здоровья и физиологического состояния. гомеостаз.Нарушение кишечной флоры помогает определить их роль. Антибиотики являются мощными агентами, нарушающими микробиом. Отдельные антибиотики, такие как ванкомицин, неомицин и AVNM (коктейль антибиотиков, содержащий ампициллин, ванкомицин, неомицин и метронидазол), использовались для нарушения микробиоты кишечника самцов мышей C57BL/6, чтобы понять их роль в иммунитете и метаболизме хозяина. Текущее исследование показало, что результирующий микробный состав кишечника был другим, а разнообразие (на уровне типа и рода) снижалось по-разному после каждого лечения антибиотиками.Лечение ванкомицином вызвало значительное увеличение Verrucomicrobia и Proteobacteria phyla. Лечение неомицином привело к увеличению количества бактерий типа Bacteroidetes, в то время как лечение AVNM привело к увеличению числа протеобактерий с самым низким разнообразием микробиома в кишечнике. Текущие результаты также показали, что лечение различными антибиотиками вызывало изменение индекса слепой кишки, экспрессии иммунных генов (TNF-α, IL-10, IFN-γ) в толстой кишке и уровня короткоцепочечных жирных кислот (SCFA) в толстой кишке. кровь мышей.Наблюдалась сильная корреляция для дифференциального дисбиоза кишечной микробиоты, вызванного антибиотиками, и измененного иммунного профиля и профиля SCFA хозяина. Результаты настоящего исследования могут иметь клиническое значение.

Введение

Желудочно-кишечный тракт млекопитающих населен сотнями триллионов весьма разнообразных и сложных микробов (1, 2). Было хорошо установлено, что обилие и разнообразие этого большого количества кишечной микробиоты играют важную роль в регуляции иммунного ответа хозяина (3, 4).Чтобы понять роль конкретных кишечных микробов в организме хозяина, возмущение является наиболее эффективным способом. Антибиотики широко используются как наиболее сильнодействующие агенты, нарушающие микробиоту кишечника (5–7). Каждый антибиотик изменял численность некоторых определенных групп кишечных микробов (8).

Кишечные микробы производят метаболиты, такие как ацетат, пропионат и бутират, которые принадлежат к группе SCFAs, путем метаболизма различных пищевых волокон в организме хозяина (9). SCFAs могут подавлять липополисахарид (LPS) и провоспалительные цитокины, такие как TNFα, IL-6, и могут увеличивать выработку противовоспалительных цитокинов, IL-10 (10, 11).При дисбиозе микробиоты кишечника увеличение группы бактерий Proteobacteria может вызывать повышение уровня эндотоксинов в крови через их ЛПС. ЛПС может усиливать выработку различных провоспалительных цитокинов путем активации различных Toll-подобных рецепторов (TLR4) эпителиальных клеток кишечника (12–16). Было замечено, что в ткани толстой кишки бутират, важный SCFAs, вызывал ингибирование LPS-индуцированной активации NF-κB (17–19). Дисбиоз кишечной микробиоты может быть вызван лечением антибиотиками.

Дисбиоз, вызванный лечением антибиотиками, может уменьшить разнообразие и изменить состав кишечной микробиоты, что приведет к патогенезу, подобному воспалительному заболеванию кишечника (ВЗК) (20). У пациентов с ВЗК по сравнению со здоровыми людьми наблюдалось значительное увеличение некоторых условно-патогенных микроорганизмов, резистентных бактерий, таких как Clostridium difficile, , и снижение количества полезных бактерий, продуцирующих бутират (21). Образцы фекального материала пациентов с ВЗК и лиц, длительно принимающих антибиотики, содержали очень меньшее количество SCFAs, что могло привести к более широкому диапазону воспаления у хозяина (5, 9, 22).Восстановление микробиоты кишечника после прекращения длительной антибактериальной терапии было незавершенным процессом (23). Корреляция между вызванными антибиотиками изменениями определенных групп микробов с иммунным и метаболическим ответом хозяина до сих пор не ясна в литературе. Следовательно, лечение отдельными и различными комбинациями выбранных антибиотиков может дать нам представление о степени возмущения конкретной группы кишечных бактерий и их влиянии на иммунный и метаболический ответ хозяина.Недавно мы сообщили, что лечение ванкомицином у мышей C57BL/6 и BALB/c может вызвать дисбактериоз до 4-го дня после лечения, но продолжение лечения антибиотиком дает физиологический эффект за счет увеличения A. muciniphila типа verrucomicrobia (24, 25).

В текущем исследовании мы сравнили эффективность воздействия на микробиоту кишечника мышей либо ванкомицином, либо неомицином, либо коктейлем, известным как AVNM, содержащим ампициллин, ванкомицин, неомицин и метронидазол.Ванкомицин является антибиотиком широкого спектра действия для лечения колита, вызванного MRSA или лекарственно-устойчивым колитом clostridium difficile (26, 27). Неомицин — это аминогликозидный антибиотик, который останавливает рост кишечных бактерий (28). Неомицин является антибиотиком, который очень эффективен против грамотрицательных бактерий типа протеобактерий. Убивая бактерии в кишечнике, он поддерживает низкий уровень аммиака, предотвращая печеночную энцефалопатию. Он хорошо работает против бактерий, устойчивых к стрептомицину. В то время как неомицин нельзя вводить внутривенно из-за его почечной токсичности, ванкомицин вводят внутривенно (29–32).AVNM, смесь четырех разных антибиотиков, хорошо зарекомендовала себя как средство, истощающее микробиоту кишечника у мышей (33, 34). Роль гнотобиотических или безмикробных моделей мышей хорошо задокументирована и является важной модельной системой в изучении микробиома, но из-за отсутствия или недоступности этой модели для широкого круга научных кругов модель мышей, обработанных AVNM, служит хорошей моделью. альтернатива.

Из-за различных структур и функций используемых антибиотиков лечение каждым типом антибиотика вызывало различный тип микробной модуляции кишечника.Кроме того, изменение кишечных микробов из-за лечения различными антибиотиками вызвало дифференциальный иммунный и метаболический ответ у хозяина. Экспрессия различных про- и противовоспалительных иммунных генов и продукция специфических SCFAs сильно коррелировали с обилием специфических типов кишечных микробов. Размер слепой кишки мышей также по-разному влиял на лечение различными антибиотиками.

Результаты

Лечение антибиотиками изменяет обилие и разнообразие кишечной микробиоты

Ранее сообщалось о различных эффектах лечения несколькими антибиотиками, вызывающими дисбактериоз кишечной микробиоты (5).Сравнительный анализ отдельных антибиотиков для понимания изменений в составе микробиоты кишечника должен коррелировать с врожденным иммунитетом слизистой оболочки и системными метаболитами. Текущие результаты показали, что микробиота кишечника необработанных мышей C57BL / 6 в основном содержала типы Firmicutes и Bacteroidetes с очень низким процентом типа Proteobacteria (рис. 1A). Лечение ванкомицином в течение семи дней подряд вызвало увеличение Verrucomicobia (на 71%) и Proteobacteria (на 20%) с сопутствующим снижением типов Firmicutes и Bacteroidetes (таблица 1).Наоборот, обработка неомицином в течение семи дней вызывала значительное увеличение Bacteroidetes (на 72%) и снижение числа Firmicutes as major (на 23%) (табл. 1). Лечение AVNM, соответственно, вызвало значительное увеличение Proteobacteria (на 80%) и уменьшение основных типов, таких как Firmicutes и Bacteroidetes (рис. 1A). Анализ на уровне рода дополнительно подтвердил наблюдение на уровне типа.

Таблица 1:

Процентное содержание основных типов кишечных микробов у необработанных контрольных мышей и мышей, получавших различные антибиотики.

Рис. 1.

Состав кишечной микробиоты на уровне типов и родов для контрольных мышей и мышей, получавших антибиотики.

Показана процентная численность состава кишечной микробиоты у необработанных (контроль) и обработанных антибиотиками (ванкомицином, неомицином, AVNM) мышей после 7 дней лечения на уровне A. phylum и B. genus. Процент численности рассчитывают по средним значениям не менее чем в 3 повторностях. Во избежание беспорядка стандартное отклонение (которое находится в пределах 10%) данных не показано.

Данные на уровне рода показали, что лечение ванкомицином вызывало в основном увеличение численности рода Akkermansia типа Verrucomicrobia (рис. 1B). В то время как лечение неомицином вызывало увеличение рода Bacteroides типа Bacteroidetes. Тем не менее, лечение AVNM показало в основном повышение родов Escherichia-Shigella типа Proteobacteria в кишечнике (рис. 1B).

Другие представители типа или рода, показанные на рисунках, предназначены для отображения общего представления о составе и качественном разнообразии кишечной микробиоты.Подробный анализ разнообразия описан ниже.

Альфа-разнообразие кишечной микробиоты уменьшилось после лечения антибиотиками

Измерение разнообразия является одним из важных параметров для понимания степени модуляции кишечной микробиоты во время лечения антибиотиками (3, 35). В текущем исследовании индекс разнообразия Шеннона на уровне типа показал снижение разнообразия микробиоты кишечника во всех трех группах мышей, получавших антибиотики, по сравнению с контрольной группой мышей.Лечение ванкомицином и неомицином вызывало одинаковое снижение разнообразия кишечной микробиоты. Однако среди трех групп, получавших антибиотики, лечение AVNM вызвало максимальное снижение микробного разнообразия кишечника (рис. 2А). Анализ данных на уровне рода дополнительно подтвердил наблюдения на уровне типа (рис. 2А).

Рис. 2.

Микробное разнообразие кишечника и профиль слепой кишки у мышей контрольной группы и мышей, получавших различные антибиотики.

Индекс разнообразия Шеннона для уровня типа и рода A. в образце слепой кишки у контрольных и обработанных мышей (ванкомицин, неомицин, AVNM) после 7 дней лечения.B. Индекс слепой кишки (отношение массы содержимого слепой кишки к массе тела) контрольной группы и мышей, получавших антибиотики. Статистическую значимость разнообразия рассчитывали с помощью двустороннего дисперсионного анализа. («****» соответствует P ≤ 0,0001, «***» соответствует P ≤ 0,001, «**» соответствует P ≤ 0,01, «*» соответствует уровню значимости P ≤ 0,05). Показанные планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение от среднего значения и определяются из средних значений трех биологических повторностей.

Изменение индекса слепой кишки и массы тела мышей во время лечения антибиотиками

Изменение размера слепой кишки обычно является хорошим признаком изменения обилия бактерий в слепой кишке мышей (36).В этом исследовании индекс слепой кишки у мышей, получавших антибиотики, значительно различался по сравнению с контрольной группой мышей (рис. 2В). Он резко увеличился после лечения ванкомицином и AVNM. Группа, получавшая AVNM, имела самый высокий вес содержимого слепой кишки среди всех групп мышей. Однако в группе мышей, получавших неомицин, не наблюдалось изменений массы слепой кишки по сравнению с контрольной группой мышей.

Мы измерили массу тела контрольных мышей и мышей, получавших антибиотики, с нулевого дня до седьмого дня эксперимента, но не смогли найти существенной разницы между начальной (нулевой день) и конечной точкой (седьмой день) эксперимента (таблица 2).Потребление жидкости (мл/день) у мышей, получавших AVNM, также существенно не менялось между нулевым и седьмым днями лечения (таблица 3).

Таблица 2:

Масса тела мышей во время лечения антибиотиками.

Таблица 3:

Ежедневное потребление жидкости (мл/день) мышами во время лечения AVNM

Воспалительная реакция в толстой кишке изменилась после опосредованного антибиотиками возмущения микробиоты

Состав и разнообразие кишечной микробиоты регулировали экспрессию различных иммунных генов в кишечнике ( 37).Различные иммунные гены регулировались либо вверх, либо вниз в зависимости от групп лечения антибиотиками.

Изменение экспрессии некоторых иммунных генов в толстой кишке мышей после лечения антибиотиками определяли с помощью qRT-PCR (рис. 3). В группе мышей, получавших ванкомицин, наблюдалось увеличение экспрессии гена IL-10 в толстой кишке, но не наблюдалось значительных изменений в экспрессии генов TNF-α и IFN-γ. В группе мышей, получавших неомицин, наблюдалось повышение экспрессии как IL-10, так и IFN-γ в толстой кишке.Лечение AVNM вызывало увеличение экспрессии гена TNF-α в толстой кишке, но не было обнаружено значительных изменений в экспрессии генов IL-10 и IFN-γ (рис. 4).

Рис. 3.

Уровень транскрипции экспрессии избранных воспалительных генов после лечения различными антибиотиками.

Значения кратности изменения TNF-α, IFN-γ и IL-10 показаны на уровне мРНК с помощью qRT-PCR после лечения либо ванкомицином (VAN), либо неомицином (NEO), либо AVNM в течение 7 дней. Значения изменения кратности рассчитывали по отношению к необработанному контрольному выражению.Значение изменения контрольной кратности нормализовали к 1. Статистическую значимость разницы рассчитывали с помощью двухфакторного дисперсионного анализа («****» соответствует P ≤ 0,0001, «***» соответствует P ≤ 0,001, «**» соответствует до P ≤ 0,01, «*» соответствует уровню значимости P ≤ 0,05). Показанные планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение от среднего значения и определяются из средних значений четырех биологических повторностей.

Рис. 4.

Экспрессия некоторых воспалительных генов на уровне белка в кишечнике мышей после лечения различными антибиотиками.

Подтверждение уровня белка для TNF-α, IFN-γ и содержания IL-10 в ткани толстой кишки. Статистическую значимость разницы рассчитывали с помощью двухфакторного дисперсионного анализа («****» соответствует P ≤ 0,0001, «***» соответствует P ≤ 0,001, «**» соответствует P ≤ 0,01, «*» соответствует до уровня значимости P ≤ 0,05). Показанные планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение от среднего значения и определяются из средних значений четырех биологических повторностей.

Валидацию результатов qRT-PCR на уровне белков проводили с помощью ELISA путем измерения экспрессии генов TNF-α, IFN-γ и IL-10 в образцах ткани толстой кишки (рис. 4) и сыворотке хозяина ( Рис 5).Результаты ELISA показали, что экспрессия TNF-α была самой высокой в ​​толстой кишке (рис. 4) и сыворотке (рис. 5) мышей, получавших AVNM, тогда как содержание IL-10 было выше у мышей, получавших как неомицин, так и ванкомицин (рис. 4 и 4). 5). Концентрация IFN-γ была самой высокой в ​​образце сыворотки мышей, получавших неомицин (рис. 5). Данные ELISA для иммунных генов подтвердили результаты qRT-PCR.

Рис. 5.

Уровень экспрессии белков выбранных генов воспаления в сыворотке мышей после лечения различными антибиотиками.

Уровень экспрессии TNF-α, IFN-γ и IL-10 в сыворотке мышей показан с помощью ELISA. Статистическую значимость разницы рассчитывали с помощью двухфакторного дисперсионного анализа («****» соответствует P ≤ 0,0001, «***» соответствует P ≤ 0,001, «**» соответствует P ≤ 0,01, «*» соответствует до уровня значимости P ≤ 0,05). Показанные планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение от среднего значения и определяются из средних значений четырех биологических повторностей.

Изменение содержания короткоцепочечных жирных кислот после лечения антибиотиками

Лечение антибиотиками может резко изменить содержание короткоцепочечных жирных кислот (КЦЖК).SCFAs являются важными регуляторами иммунных процессов хозяина (9). Бутират в основном вырабатывается типом Firmicutes, тогда как ацетат и пропионат в основном вырабатываются типом Bacteroidetes (9). Некоторые более ранние отчеты показали, что Akkeremansia muciniphila также продуцирует ацетат и пропионат в кишечнике (11).

Мы измерили концентрации SCFAs в сыворотке хозяина, используя исследование метаболизма на основе ЯМР. Результаты показали, что лечение неомицином вызывало максимальное повышение уровня пропионата и ацетата при значительном снижении уровня бутирата по сравнению с контрольными мышами (рис. 6).У мышей, получавших ванкомицин, наблюдалось снижение уровня ацетата и бутирата по сравнению с контрольными мышами, в то время как в уровне пропионата не было обнаружено значительных изменений. Однако у мышей, получавших AVNM, наблюдалось наиболее значительное снижение всех трех SCFA, таких как ацетат, пропионат и бутират, по сравнению с контрольной группой и двумя другими группами мышей, получавших антибиотики (рис. 6). Мы также измерили содержание ацетата в сыворотке как обработанных антибиотиками, так и контрольных групп мышей, используя набор для колориметрического анализа ацетата (EOAC-100, Сан-Франциско, США).Результаты показали, что концентрация ацетата с помощью метода колориметрического набора для обнаружения для различных групп мышей, таких как контроль (51,2 ± 4 мкм), ванкомицин (42 ± 6 мкм), неомицин (60 ± 6,3 мкм) и AVNM (20 ± 1,4 мкм) показали почти аналогичные тенденции с данными ЯМР.

Рис. 6.

Концентрация трех ключевых короткоцепочечных жирных кислот в сыворотке контрольной группы и мышей, получавших различные антибиотики.

Концентрации основных короткоцепочечных жирных кислот показаны для A. ацетата, B. бутирата и C.пропионат в сыворотке необработанного контроля (con) и у мышей после 7-дневного лечения ванкомицином (VAN), или неомицином (NEO), или AVNM из исследований 1 H-ЯМР. Статистическую значимость сравнения рассчитывали с помощью двустороннего ANOVA («***» соответствует P ≤ 0,001, «**» соответствует P ≤ 0,01, «*» соответствует уровню значимости P ≤ 0,05). Показанные планки погрешностей представляют собой одно стандартное отклонение от среднего значения и определяются из средних значений трех биологических повторностей.

Обсуждение

Характер дисбиоза кишечной микробиоты значительно различался среди разных групп мышей, получавших антибиотики. Лечение как отдельными антибиотиками, так и смесью антибиотиков приводило к значительным различиям в разнообразии кишечной микробиоты. Мы заметили значительное увеличение определенного, но отдельного типа после каждого типа лечения антибиотиками. Например, лечение ванкомицином вызвало значительное увеличение числа филумов Verrucomicrobia.Лечение неомицином привело к увеличению количества бактерий типа Bacteroidetes, в то время как лечение AVNM привело к увеличению числа протеобактерий с самым низким разнообразием микробиома в кишечнике по сравнению с двумя другими условиями лечения антибиотиками.

Лечение AVNM оказалось наиболее эффективным для уменьшения разнообразия кишечной микробиоты, поэтому этот коктейль был принят в качестве одного из стандартных средств для истощения кишечной микробиоты (38–41). Вопреки литературным данным (34, 42), текущее исследование показало, что лечение AVNM вызывало обширное истощение микробиоты кишечника, но не полностью или не до такой степени, чтобы сделать мышей псевдогнотобиотиками.Лечение антибиотиками также способствует росту резистентных бактерий, что отличает их от стерильных мышей, свободных от всех микроорганизмов (33, 43). В этом исследовании мы обнаружили, что лечение AVNM вызвало значительное увеличение количества протеобактерий, которые заменили другие основные типы кишечных микробов, такие как Firmicutes и Bacteroidetes.

Была обнаружена сильная корреляция между изменением количества специфических кишечных микробов и экспрессией различных иммунных генов в толстой кишке мышей.Повышение количества родов Akkermansia, Bacteroidetes, Escherichia-Shigella и снижение числа родов Clostridia после лечения антибиотиками вызвало значительную модуляцию экспрессии различных иммунных генов в толстой кишке. Измененные уровни Firmicutes и Bacteroidetes в кишечнике также по-разному регулировали концентрацию SCFAs в сыворотке в каждой группе, получавшей антибиотики. После лечения ванкомицином повышенная численность родов Akkermansia и Lactobacillus вызывала повышенную экспрессию противовоспалительного гена IL-10 в толстой кишке мышей.При этом не было обнаружено значительных изменений в экспрессии провоспалительных генов, таких как TNF-α и IFN-γ. Предыдущие исследования показали, что повышенная численность Akkermansia muciniphila вызывает повышенную экспрессию генов противовоспалительных цитокинов в кишечнике (24, 25, 44). A. muciniphilla продуцирует SCFAs, такие как ацетат и пропионат (9). В этом исследовании сыворотка мышей, получавших ванкомицин, показала сравнительно более низкую концентрацию бутирата, чем пропионата и ацетата, что может быть результатом снижения Firmicutes (в частности, intestinimonas) и увеличения A.muciniphila бактерий в кишечнике после лечения ванкомицином (24, 25).

После лечения неомицином значительное увеличение количества Bacteroides рода Bacteroidetes вызвало увеличение экспрессии генов IFN-γ и IL-10. Уже сообщалось, что повышенное количество Bacteroides fragilis вызывает изменение экспрессии различных иммунных генов в ткани кишечника (45–47). Некоторые выбранные грамотрицательные бактерии в кишечнике стимулировали выработку цитокина IL-10 (46).Общеизвестно, что бактерии из типа Firmicutes производят бутират, в то время как тип Bacteroidetes производит ацетат и пропионат из пищевых волокон (9). В этом исследовании после лечения неомицином значительное снижение количества Firmicutes и увеличение количества Bacteroidetes могло быть связано со снижением содержания бутирата при увеличении концентрации ацетата и пропионата в сыворотке мышей. Ацетат хозяина регулировал различные воспалительные реакции хозяина. Он увеличивал экспрессию гена IFN-γ путем нормализации промотора IFN-γ, активируя ацетилирование гистонов и доступность хроматина с помощью ацетил-КоА-синтетазы (ACSS)-зависимым образом (48–50).Лечение ацетатом также повышало уровень IL10 у хозяина, в то время как оно ингибировало индуцированную LPS секрецию TNF-α в мононуклеарных клетках периферической крови (PBMC) мышей (9, 51, 52). Это показало противовоспалительный эффект добавки ацетата на хозяина. В текущем исследовании лечение неомицином вызывало повышенное высвобождение ацетата, что может быть связано с более высокой экспрессией генов IFN-γ и IL10 у мышей.

После лечения AVNM резкое увеличение числа патогенных протеобактерий, таких как E.coli , Shigella и уменьшение количества бактерий группы Clostridia вызывали увеличение экспрессии гена TNF-α. В то время как в экспрессии генов IFN-γ и IL-10 существенных изменений обнаружено не было. Предыдущие отчеты показали, что Firmicutes, особенно группа Clostridium, присутствующая в кишечнике, продуцирует жирные кислоты с короткой цепью, и эти SCFAs подавляют LPS и провоспалительные цитокины (10, 11). Более ранние сообщения показали, что значительное увеличение Escherichia coli , подобных патогенным протеобактериям, вызывает более высокую экспрессию генов провоспалительных цитокинов в кишечнике (53–55).В текущем исследовании из-за значительного сокращения основных типов, таких как Firmicutes и Bacteroidetes, мы наблюдали существенное снижение уровня всех трех SCFAs (ацетат, пропионат и бутират) в сыворотке мышей, получавших AVNM, по сравнению с контрольной группой и другими антибиотиками. группы.

Бактерии рода Intestinimonas (тип Firmicutes) продуцируют бутират, а Bacteroidetes продуцирует пропионат в кишечнике (56, 57). Производство этих SCFAs в кишечнике подавляет LPS и провоспалительные цитокины, такие как уровень TNF-α, и усиливает высвобождение противовоспалительного цитокина, такого как IL-10, в толстой кишке (10, 11).В текущем исследовании лечение AVNM вызвало снижение концентрации всех трех SCFAs, что может быть связано с более высоким уровнем TNF-α и более низким уровнем IL-10 в толстой кишке мышей. У мышей, получавших неомицин и ванкомицин, более высокий уровень пропионата и ацетата вызывал большую выработку противовоспалительного цитокиноподобного IL-10 по сравнению с мышами, получавшими AVNM.

Настоящее исследование установило дифференциальный характер микробного дисбактериоза кишечника после лечения ванкомицином, неомицином или AVNM у самцов мышей C57BL/6.Результаты коррелировали лечение выбранными антибиотиками с микробным дисбиозом кишечника и метаболитными и иммунными реакциями. Однако в настоящем исследовании не изучался комплексный механизм, с помощью которого численность определенных групп микробиоты кишечника регулировала экспрессию различных цитокинов и уровни SCFA у хозяина.

В заключение, текущее исследование показало различные модели изменения кишечной микробиоты, вызванные антибиотиками, и их связь с различными цитокинами и уровнями SCFAs хозяина.Такую ассоциацию можно обобщить следующим образом: лечение а) ванкомицином, усиленным типом verrucomicrobia для усиления противовоспалительной и чувствительности к инсулину (24, 25), b) неомицином, усиленным типом Bacteroidetes, для стимуляции противовоспалительного ответа у хозяина и c) AVNM. истощило большинство микробов со значительным увеличением патогенных протеобактерий и полезного типа веррукомикробии (24, 25). В двух словах, текущие наблюдения важны для разработки моделей на животных для различных исследований инфекционных и метаболических нарушений, а также имеют потенциал для клинического применения.

Материалы и методы

Животные

Всех мышей, использованных в настоящем исследовании, содержали совместно в полисульфоновой клетке, а в качестве подстилки использовали кукурузные початки. В настоящем исследовании использовали самцов мышей C57BL/6 в возрасте 6-8 недель. Еда и вода предоставлялись вволю . Животных содержали в свободной от патогенов среде с 12-часовым циклом свет-темнота при температуре 24 ± 3° и влажности около 55%. Все протоколы были одобрены Комитетом по этике животных Института, созданным CPCSEA (Reg.№- 1643/GO/a/12/CPCSEA). Все животные были получены из институционального центра исследований и экспериментов на животных Школы биологических наук, NISER, Одиша, Индия. Животных разводили, выращивали и использовали для экспериментов в одном и том же учреждении для животных. Для этого исследования номер протокола, утвержденный комитетом по обзору NISER, был NISER/SBS/IAEC/AH-21. Мы не использовали никаких анестетиков для текущего исследования. Мышей подвергали эвтаназии методом цервикальной дислокации.

Лечение антибиотиками

Мышей C57BL/6 разделили на три группы: i) ванкомицин ii) неомицин iii) группа лечения AVNM.Антибиотиками лечили семь дней подряд. Группе мышей, получавших ванкомицин, вводили через зонд ванкомицин в дозе 50 мг на кг массы тела два раза в день с интервалом в 12 часов. Точно так же мышам, получавшим неомицин, вводили перорально неомицин в дозе 50 мг на кг массы тела два раза в день. Дозировки были выбраны в соответствии с предыдущими отчетами и рекомендациями FDA (26, 28, 58, 59).

В группе, получавшей AVNM, смесь AVNM (MP Biomedicals, Illkrich, Франция) готовили путем смешивания четырех антибиотиков, т.е.д., ампициллин (1 г/л), ванкомицин (500 мг/л), неомицин (1 г/л) и метронидазол (1 г/л) в питьевой воде. Этот коктейль антибиотиков меняли каждые два дня (с интервалом 48 часов) и добавляли свежеприготовленную смесь AVNM в бутылку с питьевой водой мышей. Дозировка лечения AVNM была выбрана в соответствии с предыдущими отчетами (34, 41, 60). Смесь AVNM представляет собой коктейль антибиотиков широкого спектра действия, который ингибирует как грамположительные, так и грамотрицательные бактерии кишечника. Ампициллин является одним из β-лактамных антибиотиков, который действует как против грамположительных, так и против грамотрицательных бактерий.Ванкомицин является одним из гликопептидных антибиотиков, который в основном действует против грамположительных бактерий кишечника. Неомицин является аминогликозидным антибиотиком, обладающим бактерицидной активностью в отношении грамотрицательных бактерий, а метронидазол в основном действует в отношении анаэробов. Поэтому в коктейле AVNM ампициллин и неомицин в основном ингибируют грамотрицательные бактерии кишечника, в то время как ампициллин и ванкомицин ингибируют грамположительные бактерии, что делает AVNM эффективным антимикробным коктейлем с высокой способностью истощать кишечные бактерии (34).

Массу тела мышей, не получавших лечения, и всех мышей, получавших антибиотики, регистрировали с нулевого по седьмой день эксперимента.

Обработка мышей и сбор образцов

Мышей разделили на две разные группы: контрольную (нелеченные) и лечебную (группы, которых лечили антибиотиками). На 7-й день эксперимента контрольные и обработанные мыши того же времени были подвергнуты эвтаназии путем смещения шейных позвонков. Ткань толстой кишки и материалы слепой кишки выделяли у каждой мыши (n=5).Образцы тканей, которые не использовались сразу, хранились в RNAlater для анализа РНК до дальнейшего использования (61–63). Кровь собирали как у контрольных мышей, так и у мышей, получавших антибиотики, для метаболомного исследования.

Экстракция РНК: РНК экстрагировали из ткани толстой кишки мышей (n=5) с использованием мини-набора RNeasy (кат. № 74104, Qiagen, Германия) в соответствии с протоколом производителя. 20-23 мг ткани обрабатывали жидким азотом с последующей гомогенизацией в 700 мкл буфера RLT. Добавляли равный объем 70% этанола и хорошо перемешивали.Раствор центрифугировали при 13000 об/мин в течение 5 минут при комнатной температуре. Прозрачный раствор, содержащий лизат, пропускали через мини-колонку RNeasy (Qiagen, Германия), что приводило к связыванию РНК с колонкой. Колонку промывали 700 мкл буфера RW1, а затем 500 мкл буфера RPE. РНК элюировали 30 мкл воды без нуклеаз. РНК количественно определяли с использованием NanoDrop 2000 (ThermoFisher Scientific, Колумбус, Огайо, США).

Получение кДНК из выделенной РНК

кДНК синтезировали из предварительно выделенной РНК из ткани толстой кишки мышей с использованием набора Affinity Script One-Step RT-PCR Kit (кат. № 600559, Agilent, Санта-Клара, Калифорния, США).РНК смешивали со случайными 9-мерными праймерами, Taq-полимеразой и NT-буфером. Смесь выдерживали при 45°С в течение 30 мин для синтеза кДНК и повышали температуру до 92°С для дезактивации фермента.

ПЦР в реальном времени

(qRT-PCR) подготовленной кДНК: ПЦР в реальном времени проводили в 96-луночном планшете с использованием 25 нг кДНК в качестве матрицы, по 1 мкМ каждого прямого (_F) и обратного (_R) праймеры для генов, упомянутых в таблице 4, зеленая мастер-микс SYBR (кат. № A6002, Promega, Мэдисон, Висконсин, США) и вода, не содержащая нуклеаз.qRT-PCR проводили в Quantstudio 7 (Thermo Fisher Scientific, Колумбус, Огайо, США). Все значения были нормализованы значением порога цикла (Ct) GAPDH (внутренний контроль) и было рассчитано кратное изменение желаемого гена по отношению к контролю с использованием протокола, описанного ранее (62, 63).

Таблица 4:

Последовательности прямого (_F) и обратного (_R) праймеров для ПЦР-исследований для подтверждения экспрессии различных генов, использованных в этом исследовании.

Сбор сыворотки: Мышей анестезировали (n=3) и собирали цельную кровь путем пункции сердца.Кровь выдерживали на льду в течение 30 минут и центрифугировали при 1700g в течение 15 минут при 4°C, и собирали сыворотку для дальнейшего анализа. При необходимости сыворотку хранили при температуре -80°С до дальнейшего использования.

Цитокиновый анализ на уровне белка

ELISA проводили как в образце сыворотки, так и в ткани толстой кишки контрольной группы и каждой группы мышей, получавших антибиотики. Ткани толстой кишки собирали у каждой обработанной антибиотиком и необработанной (контрольной) группы мышей после семи дней лечения. После тщательного промывания тканей толстой кишки для взбалтывания ткани использовали буфер для лизиса (трис-хлористоводородная кислота, хлорид натрия и тритон X-100 в дистиллированной воде), содержащий 1X коктейль ингибиторов протеазы (PIC) (Cat # ML051, Himedia, Индия). (61).Супернатант собирали после центрифугирования взбитой смеси при 20000g в течение 20 минут. ELISA (BD Biosciences, Сан-Диего, Калифорния, США) выполняли с использованием протокола производителя для экспрессии TNF-α (Cat № 560478), IFN-γ (Cat № 551866) и IL-10 (Cat № 555252). Концентрацию белка нормализовали с помощью анализа Брэдфорда (BD Biosciences, Сан-Диего, Калифорния, США). Поглощение измеряли с помощью Multiskan Go (Thermo Fisher Scientific, Колумбус, Огайо, США).

Расчет индекса слепой кишки: Массу тела каждой мыши измеряли и записывали.Все содержимое слепой кишки собирали в микроцентрифужную пробирку и взвешивали для каждой мыши. Индекс слепой кишки измеряли путем отношения содержимого слепой кишки к массе тела каждой мыши (n=5) (36).

Экстракция геномной ДНК

Образец слепой кишки был собран у необработанной контрольной группы и группы мышей после лечения антибиотиками (n=3), и гДНК была извлечена с использованием фенол-хлороформного метода. 150-200 мг образца слепой кишки использовали для гомогенизации с использованием 1 мл 1X PBS и центрифугировали при 6700g в течение 10 минут.Осадок лизировали путем гомогенизации в 1 мл буфера для лизиса (содержащего 0,1 М трис-HCl, 20 мМ ЭДТА, 100 мМ NaCl, 4% SDS (при pH 8) и последующего нагревания при 80 °C в течение 45 минут. Липиды и белки части удаляли из супернатанта равным объемом смеси фенола и хлороформа.Этот процесс повторяли до обесцвечивания водной фазы.ДНК осаждали в течение ночи при -20°С 3 объемами абсолютно охлажденного этанола.После этого ее промывали с 500 мкл 70% охлажденного этанола и кратковременно высушивают на воздухе.гДНК растворяли в воде, не содержащей нуклеаз, и количественно определяли с помощью NanoDrop 2000.

Секвенирование 16S-рРНК (метагеномика V3-V4)

Из образцов ДНК слепой кишки были амплифицированы области V3-V4 гена 16S рРНК. Для этой амплификации использовали пару праймеров V3F:5’-CCTACGGGNBGCASCAG-3’ и V4R: 5’-GACTACNVGGGTATCTAATCC-3’. На платформе Illumina Miseq ампликоны секвенировали с использованием парных концов (250 п.н. X2) с глубиной секвенирования 500823,1 ± 117098 прочтений (среднее значение ± стандартное отклонение). Были проверены базовый состав, качество и содержание GC последовательности FASTQ.Более 90% последовательностей имели показатель качества Phred выше 30 и содержание GC почти 40-60%. Консервативные области из прочтений с парными концами были удалены. С помощью программы FLASH была сконструирована согласованная последовательность области V3-V4 путем удаления нежелательных последовательностей. Предварительно обработанные чтения из всех образцов были объединены и сгруппированы в операционные таксономические единицы (OTU) с использованием метода кластеризации de novo на основе сходства их последовательностей с использованием программы UCLUST. QIIME использовался для генерации OTU и таксономического картирования (64).Репрезентативная последовательность была идентифицирована для каждой OTU и сопоставлена ​​с базовым набором последовательностей Greengenes с использованием программы PyNAST (65, 66). Было выполнено сопоставление этих репрезентативных последовательностей с эталонными химерными наборами данных. Классификатор RDP по базе данных SILVA использовался для таксономической классификации, чтобы избавиться от гибридных последовательностей.

Подготовка проб для получения данных ЯМР и анализа метаболитов

Сыворотку получали из крови мышей, получавших антибиотики, и контрольных групп, как описано выше.Образцы были подготовлены для анализа ЯМР в соответствии с протоколом, описанным ранее (67). Все ЯМР-эксперименты проводили при 298 К на ЯМР-спектрометре Bruker 9.4T (400 МГц) Avance-III Nanobay в растворенном состоянии, оснащенном 5-мм широкополосным зондом. Подавление воды было выполнено с помощью моделирования возбуждения с градиентами. Для моделирования возбуждения использовались градиенты длительностью 1 мс и силой 14,9 Г/см. Оптимизация смещения выполнялась с использованием режима «gs» в реальном времени для каждого образца. Для селективного возбуждения резонанса воды использовался синусоидальный импульс длительностью 2 мс.Для каждой серии экспериментов было зарегистрировано 64 переходных процесса с умеренной 5-секундной задержкой релаксации для обеспечения полного насыщения водой. Для регистрации и обработки полученных спектров использовалась программа Topspin 2.1. Сигналы метаболитов из спектров ЯМР идентифицировали (нацеливали) и количественно определяли с помощью Chenomx NMR Suite 7.6 (ChenomxInc., Эдмонтон, Канада). Спектры из файлов FID автоматически фазировались, а базовая линия корректировалась и соотносилась с пиком DSS при 0 ppm через процессор Chenomx. Концентрации метаболитов были получены с помощью профилировщика с использованием Metaboanalyst с использованием методологии, описанной в другом месте (65, 67–72).Профилировщик использовался для присвоения и сопоставления пика метаболитов из библиотеки Chenomx, а SCFAs, такие как ацетат, бутират и пропионат, были количественно определены по спектральной интенсивности в соответствии с рекомендациями Chenomx.

Статистический анализ: Все графики были построены с использованием GraphPad Prism версии 7.0. Статистический пакет в Prism использовался для статистического анализа данных для выполнения t-критерия (для сравнения любых двух наборов данных) или ANOVA (для сравнения более двух наборов данных), как описано в тексте

Конфликт интересов

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Финансирование и оплата

Текущая работа (необходимые ресурсы для проведения эксперимента и инфраструктура для лаборатории) была поддержана головным институтом Национальный институт научного образования и исследований. Текущая работа не поддерживалась за счет какого-либо внешнего финансирования, кроме докторской степени. стипендия по связям с общественностью Совета по научным и промышленным исследованиям (CSIR), правительство. Индии.

Благодарность

Авторы выражают признательность Дому животных за поддержку и помощь в проведении экспериментов с животными.

%PDF-1.7 % 42 0 объект > эндообъект внешняя ссылка 42 75 0000000016 00000 н 0000002249 00000 н 0000002434 00000 н 0000002468 00000 н 0000003014 00000 н 0000003151 00000 н 0000003589 00000 н 0000003624 00000 н 0000003735 00000 н 0000003848 00000 н 0000004095 00000 н 0000004594 00000 н 0000005337 00000 н 0000005517 00000 н 0000005916 00000 н 0000006478 00000 н 0000007232 00000 н 0000007795 00000 н 0000008047 00000 н 0000008675 00000 н 0000009514 00000 н 0000009643 00000 н 0000009668 00000 н 0000010208 00000 н 0000011008 00000 н 0000011874 00000 н 0000012750 00000 н 0000013527 00000 н 0000013954 00000 н 0000016603 00000 н 0000016672 00000 н 0000016775 00000 н 0000049427 00000 н 0000049692 00000 н 0000050118 00000 н 0000083644 00000 н 0000126149 00000 н 0000126263 00000 н 0000126332 00000 н 0000126424 00000 н 0000132776 00000 н 0000133049 00000 н 0000133420 00000 н 0000133445 00000 н 0000133916 00000 н 0000134375 00000 н 0000134651 00000 н 0000134947 00000 н 0000158910 00000 н 0000159163 00000 н 0000159561 00000 н 0000177608 00000 н 0000177873 00000 н 0000178425 00000 н 0000178455 00000 н 0000178528 00000 н 0000182757 00000 н 0000183085 00000 н 0000183148 00000 н 0000183263 00000 н 0000193581 00000 н 0000193831 00000 н 0000194202 00000 н 0000194584 00000 н 0000194658 00000 н 0000194775 00000 н 0000195075 00000 н 0000195602 00000 н 0000201064 00000 н 0000201347 00000 н 0000201727 00000 н 0000238445 00000 н 0000238484 00000 н 0000242413 00000 н 0000001796 00000 н трейлер ]/предыдущая 322057>> startxref 0 %%EOF 116 0 объект >поток hb“`b“ À

Небольшое изменение для лечения дисбактериоза

Бактериальный вагиноз – это форма микробного дисбактериоза, при которой анаэробы доминируют в вагинальном микробиоме с сопутствующим снижением видов Lactobacillus .Поражая до одной трети женщин репродуктивного возраста, это состояние может характеризоваться зловонными выделениями из влагалища и негативным влиянием на фертильность, беременность и восприимчивость к инфекциям, передающимся половым путем. Стандартное лечение состоит из местных или системных антибиотиков, но частота рецидивов может достигать 70% в течение одного года. Успех трансплантации фекального микробиома при тяжелом рецидивирующем колите C. difficile побудил Lev-Sagie et al . провести предварительное клиническое испытание трансплантации вагинального микробиома (ВМТ) у женщин с трудноизлечимым бактериальным вагинозом.

После курса местных антибиотиков пяти пациентам была выполнена ВМТ. Каждый раз при рецидиве симптомов или при повторном появлении одного или нескольких клинических критериев (характерные выделения; рН влагалища > 4,5; рыбный запах при добавлении раствора гидроксида калия во влажный препарат, т. «ключевые клетки» на микроскопии влажного препарата), VMT повторяли. При таком подходе у четырех пациентов была достигнута длительная ремиссия заболевания до конца наблюдения от 5 до 21 месяца.Пятый пациент показал частичное улучшение, о чем свидетельствует уменьшение клинических, но не микроскопических изменений. У одного пациента для достижения ремиссии потребовалась смена донора. У другого пациента развился рецидив заболевания после того, как ему потребовались пероральные антибиотики по поводу фарингита, но его снова успешно вылечили повторным курсом ВМТ. Клинические и микроскопические улучшения были подтверждены с помощью метагеномного секвенирования микробиомов пациентов до и после лечения. Четыре из пяти реципиентов ВМТ продемонстрировали резкое изменение состава микробиома в течение первого месяца после ВМТ, что коррелирует с улучшением клинических критериев и симптомов пациента, увеличением числа представителей рода Lactobacillus и сопутствующим снижением числа представителей рода Bifidobacterium .

Потребуются более масштабные плацебо-контролируемые испытания для подтверждения эффективности и безопасности, включая перенос устойчивых к антибиотикам микробов или возможность нежелательной беременности из-за загрязнения спермы.

Добавить комментарий

Ваш адрес email не будет опубликован.