Паразиты у рыб: Центр гигиены и эпидемиологии в городе Санкт-Петербурге — ФЕДЕРАЛЬНОЕ БЮДЖЕТНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ ЗДРАВООХРАНЕНИЯ «ЦЕНТР ГИГИЕНЫ И ЭПИДЕМИОЛОГИИ В ГОРОДЕ САНКТ-ПЕТЕРБУРГ»

Содержание

Ветеринарами ФГБУ «Краснодарская МВЛ» обнаружены паразиты у карпов Кои

06 октября 2021

В конце сентября 2021 года в подведомственное Россельхознадзору ФГБУ «Краснодарская МВЛ» была доставлена проба экзотической рыбы семейства карповых (карп Кои). При проведении паразитологических исследований обнаружены возбудители аргулеза, дактилогироза и хилодонеллеза.

Хилодонеллез – инвазионная болезнь рыб разных видов, возбудителями которой являются инфузории рода chilodonella. Хилодонеллы в основном паразитируют на поверхности кожного покрова рыбы, но нередко встречается смешанная форма хилодонеллеза, когда паразиты локализуются на коже и жабрах. При помощи ресничек паразит свободно передвигается по кожному покрову рыбы, раздражая нервные окончания и вызывая беспокойство рыбы. Вначале рыба производит колебательные движения всем телом, оставаясь на одном месте или медленно продвигаясь вперед. При внимательном осмотре поверхности кожного покрова, когда рыба расположена головой к наблюдателю, можно увидеть матово-белый оттенок. При более сильном поражении паразитами рыба трется о растения и различные предметы, к этому периоду почти все тело рыбы покрыто голубовато-серым налетом. Налет образуется в результате защитной реакции организма и обусловлен интенсивным отделением слизи. При этом нарушается кожное дыхание. Рыба ведет себя беспокойно. Часто вспышка хилодонеллеза оканчивается массовой гибелью рыбы.

Аргулез – опасная инвазионная болезнь рыб, вызываемая паразитическими рачками аргулюсами. Возбудители заболевания два вида рачков: Argulus foliaceus – карпоед, или рыбья вошь, и A. japonicus – представители жаброхвостовых ракообразных рода Argulus, паразитирующих на коже рыб и питающихся их кровью.

Рачок, прикрепившись к телу рыбы хоботком, прокалывает кожу и сосет кровь. При этом через хоботок в ранку попадает секрет ядовитой железы рачка, который токсически действует па рыбу. На месте ранения развивается воспалительный процесс, характеризующийся обильным отделением слизи, отечностью пораженного участка, кровоизлияниями. Поврежденный участок впоследствии некротизируется. Место ранения представляет собой «ворота» для проникновения в организм рыбы инфекции.

Дактилогироз – остро протекающее инвазионное заболевание рыб, вызываемое моногенетическими сосальщиками из рода Dactylogyrus. Воздействие дактилогирусов проявляется в основном в нарушении функции жаберного аппарата. Поврежденные жаберные лепестки разрушаются. Происходит разрастание эпителия и соединительной ткани, в результате чего лепестки срастаются между собой в пластинки. Капилляры отграничиваются от внешней среды слоями эпителиальных клеток, что затрудняет газообмен и нарушает кровообращение. Заболевшая рыба ведет себя беспокойно, собирается на притоке, стайками поднимается к поверхности, заглатывает воздух. Вспышка болезни протекает быстро. Вначале появляются отдельные больные особи, а уже через несколько дней происходит массовое заражение и гибель рыбы.

Все эти заболевания, и, как следствие, гибель рыбы можно предотвратить, если своевременно проводить диагностику. Так с начала года в Краснодарской межобластной ветеринарной лаборатории, подведомственной Россельхознадзору, проведено 581 исследование экземпляров рыбы. Положительные результаты на хилодонеллез выявлены у 34 экземпляров, аргулез – у 10 экземпляров, дактилогироз – у 15 экземпляров рыбы. 

Паразиты и инфекции Байкала. Паразиты рыб | ИРКИПЕДИЯ

Паразитические организмы отличаются от свободноживущих организмов тем, что одновременно существуют в хозяине (среда первого порядка) и во внешних условиях (среда второго порядка)1.

Специфическое влияние обеих сред сказывается на составе паразитов различных организмов и в разных условиях формируется соответствующая им паразитофауна2.

В. А. Догель, говоря о паразитофауне того или иного вида животного, определил ее как «совокупность паразитов, обитающих в одном каком-либо хозяине», которая «представляет собой своеобразный биоценоз, имеющий свои закономерности развития и свою динамику». Изучение паразитических организмов является важной научно-практической задачей потому, что паразиты влияют на состав и численность организмов, формирующих сообщества и экосистемы. Специфичные паразиты, которые сопровождают хозяев на протяжении их эволюции, ограничивают проникновение несвойственных паразитов, способствуя гомеостазу систем. Паразиты могут вызывать болезни животных и человека.

Поэтому паразитологический фактор важно учитывать при изучении и оценки состояния экосистем.

Паразиты рыб Байкала изучаются на протяжении почти 100 лет. На первом этапе исследований был дан анализ состава паразитофауны рыб, выявлены эндемики, сделан зоогеографический анализ3 4 5 6. На втором этапе большое внимание было уделено изучению отдельных систематических групп паразитов и их биологии, выявлению особенностей взаимоотношений в системе паразит – хозяин7 8 9 10 11 12 13 14.

Паразитофауна аборигенных рыб оз. Байкал объединяет 240 видов и подвидов, относящихся к 13 типам: Kinetoplastida, Polymastigota, Sporozoa, Microspora, Myxozoa, Ciliophora, Cnidaria, Plathelminthes, Nemathelminthes, Acanthocephales, Annelida, Mollusca, Arthropoda и к 17 классам беспозвоночных: Kinetoplastidеa – 16, Diplomonadea – 2, Coccidea – 5, Microsporea – 3, Myxosporea – 45, Phyllopharyngea – 1, Oligohymenophorea – 28, Hydrozoa – 1, Monogenea – 42, Amphilinida – 1, Cestoda – 23, Trematoda – 29, Nematoda – 13, Acanthocephala – 7, Hirudinea – 4, Bivalvia – 2, Crustacea – 15 и Protozoa incertae sedis – 1, также отмечены грибы Saprolegnia. Большая часть паразитов – 214 видов и подвидов (89 %) заканчивают свое развитие в организме байкальских рыб и только 26 (11 %), к которым относятся трематоды, цестоды и нематоды, половой зрелости достигают у рыбоядных птиц и байкальского тюленя. Для экосистемы Байкала характерны паразиты, развивающиеся без промежуточных хозяев – 151 (или 63 %), с одним хозяином развиваются – 53 (22 %), с двумя – 37 (15 %) видов и подвидов. Наибольшее количество видов паразитов отмечено у ельца (Leuciscus baicalensis) (42) и у песчаной широколобки Leocottus kesslerii (39), наименьшее – у Neocottus termalis (6). Максимальное количество специфичных видов паразитов имеет щука (10), эндемиков – желтокрылая широколобка – 18.

Наиболее разнообразна в Байкале паразитофауна карповых рыб Cyprinidae; у них отмечено 88 видов паразитов, среди которых только 3 – эндемичные; меньше всего паразитов – в семействе вьюновых Cobitidae – 15, с одним эндемичным видом.

Паразитофауна рогатковидных рыб насчитывает 77 видов и подвидов, включая 31 эндемичный. В подотряде Cottoidei наибольшее количество паразитов (66) и эндемиков (26) отмечено у рыб семейства Cottidae, наименьшее у рыб семейства Comephoridae (20 и 7), Abyssocottidae занимают промежуточное положение (38 и 16 соответственно). Среди эндемиков преобладают паразиты с простым жизненным циклом, всего среди них отмечено 6 систематических групп, большая часть из которых простейшие (рис. 4.15, 4.16).

Рис. 4.15. Соотношение систематических групп у эндемичных паразитов рыб в Байкале

Рис. 4.16. Паразиты рыб оз. Байкал. Myxidium perniciosum: 1 – желчный пузырь с плазмодиумами, 2 – плазмодиумы, выделенные из желчного пузыря; 3, 4 – Diphyllobothrium dendriticum сколекс и зрелый членик из серебристой чайки; 5 – чаечный лентец Diphyllobothrium dendriticum капсулы с плеро-церкоидами в полости тела омуля; 6 – Contracaecum osculatum baicalensis личинка в полости тела самки желтокрылого бычка; 7 – Salminola cottidarum – эндемичные ракообразные самец и самка; 8 – Gyrodactylus bychowskianus с жабр жирной широколобки; 9 – пиявки Baicalobdella cottidarum15

Максимальное количество эндемичных таксонов характерно для группы рогатковидных рыб: Cottidae – 26, Abyssocottidae – 16 и Comephoridae – 7 (рис. 4.17). Согласно полученным данным, эндемичная паразитофауна включает виды, жизненные циклы которых осуществляются в основном без участия промежуточных хозяев (рис. 4.18).

Рис. 4.17. Общее число видов паразитов и эндемиков в семействах аборигенных рыб Байкала

Рис. 4.18. Соотношение простого и сложного жизненных циклов у паразитов рыб оз. Байкал

В целом фауна паразитов рыб Байкала является обедненной в сравнении с таковой водоемов Европы и Западной Сибири, за счет отсутствия в озере ряда специфичных паразитов. Исключение составляют осетр, ленок, таймень и сибирский хариус, у которых в Байкале отмечено большинство известных для этих рыб специфичных паразитов.

Источник: Байкаловедение : учеб. пособие / Н. С. Беркин, А. А. Макаров, О. Т. Русинек. – Иркутск : Изд-во Ирк. гос. ун-та, 2009. С. 198-202.

Читайте в Иркипедии

Термины

  1. Омуль байкальский
  2. Пелагический омуль
  3. Прибрежный омуль
  4. Придонно-глубоководный омуль
  5. Голомянка
  6. Рыбы

Другие ресурсы

  1. Байкал: жизнь в толще вод // Галазий Г. И. Байкал в вопросах и ответах
  2. Жизнь на дне Байкала // Галазий Г.И. Байкал в вопросах и ответах
  3. Молекулярная систематика озера Байкал
  4. Моллюски — эндемики Байкала
  5. Байкал: тайны подводного мира
  6. Флора и фауна Байкала
  7. Библиография по теме “Озеро Байкал: среда обитания, биота и экосистема”

Литература

  1. Сапожникова Ю.П., Клименков И.В., Мельник Н.Г. Особенности морфологической поляризации сенсорных элементов слухового саккулярного эпителия у байкальских рогатковидных рыб ( Cottoidei). // Сенсорные системы; 2007
  2. Черепанов В.В., Каницкий С.В., Питулько С.И., Тельпуховский А.Н., Четвериков В.А. Морфогенетический полиморфизм популяций водных беспозвоночных и рыб. //Сборник докладов VI всесоюзного совещания лимнологов ‘Круговорот вещества и энергии в водоемах’ Иркутск 4-6 сент. 1985 г., Лиственичное на Байкале; 1985; Ч. III
  3. Тугарина П.Я. , Козлова Н.И..  Значение бокоплавов (Crustacea Amphipoda) в трофике некоторых лососевидных рыб озера Байкал . // Экологические, физиологические и паразитологические исследования пресноводных амфипод: Сб. науч. тр. ; 2002
  4. А.Н. Матвеев, В.В. Тахтеев, Б.Э. Богданов.  Питание керчаковых рыб и их пищевые взаимоотношения с амфиподами в районе Ушканьих островов (оз. Байкал). // Экологические, физиологические и паразитологические исследования пресноводных амфипод: Сб. науч. тр. ; 2002
  5. Дзюба Е.В. Исследование пищевых стратегий пелагических рыб Байкала. ; 2004

​Ссылки

Рыбы

Примечания

  1. Павловский Е. Н. Учение о биоценозах в приложении к некоторым паразитологическим проблемам // Изв. АН СССР, биол. сер. – 1937. – Вып. 4. – С. 1388–1422.
  2. Догель В. А. Общая паразитология / В. А. Догель. – Л. : Изд-во Ленингр. ун-та, 1962. – 464 с.
  3. Ляйман Э. М. Паразитические черви озера Байкал // Тр. Байкал. лимнол. ст., 1933. – Т. 4. – С. 5–98.
  4. Догель В. А. Паразитофауна Байкала и ее зоогеографическое значе- ние / В. А. Догель, И. И. Боголепова, К. В. Смирнова // Вестн. Ленингр. ун-та. – 1949. – № 7. – C. 13–34.
  5. Догель В. А. Паразитофауна рыб Байкала / В. А. Догель, И. И. Боголепова // Тр. Байкал. лимнолог. ст. – М.: Изд-во АН СССР, 1957. – Т. 15. – С. 427–464.
  6. Заика В. Е. Паразитофауна рыб озера Байкал / В. Е. Заика. – М. : Наука, 1965. – 107 с.
  7. Пронин Н. М. Экологические и микроморфологические аспекты взаимоотношений в паразитарных системах миксоспоридии-рыбы / Н. М. Пронин, С. В. Пронина // Паразитология. – 1986. – Т. 20. – С. 169–173.
  8. Пронина С. В. Взаимоотношения в системах гельминты – рыбы / С. В. Пронина, Н. М. Пронин. – М. : Наука, 1988. – 176 с.
  9. Ринчино В. Л. Эколого-морфологическое изучение Cyathocephalus truncatus (Pallas, 1781) (Cestoda: Pseudophyllidea) – паразита рыб оз. Байкал : автореф. дис. … канд. биол. Наук / В. Л. Ринчино. – М. : ВИГИС, 1987. – 20 с.
  10. Русинек О. Т. О цестодах рода Proteocephalus – паразитах рыб озера Байкал // Паразитология. – 1987. – T. 21, № 2. – C. 127–133.
  11. Русинек О. Т. Цикл развития Proteocephalus thymalli (Cestoda: Pro- teocephalidae) – паразита сибирского хариуса озера Байкал // Паразитология. – 1989 а. – Т. 23, вып. 6. – С. 518–523.
  12. Русинек О. Т. О цикле развития Nippotaenia mogurndae (Cestoda, Nippotaeniidae) – паразита ротана-головешки из дельты реки Селенги // Биопродуктивность, охрана и рациональное использование сырьевых ресурсов рыбохозяйственных водоемов Восточной Сибири. – Улан-Удэ, 1989 б. – С. 60–62.
  13. Тармаханов Г. Д. Сравнительный анализ фауны диплостомид моллюсков, рыб и водоплавающих птиц бассейна оз. Байкал / Г. Д. Тармаханов, А. В. Некрасов, Д. Жаткамбаева // Паразиты и болезни гидробионтов ледовитоморской провинции. – Новосибирск : Наука, 1990. – С. 107–111.
  14. Дульбеева И. Г. Микропатоморфологические изменения у беззубки при заражении партенитами Rhipidocotyle illense (Ziegler, 1813) // Паразиты и болезни гидробионтов ледовитоморской провинции. – Новосибирск : Наука, 1990. – С. 114–117.
  15. Русинек О. Т. Паразиты рыб озера Байкал (фауна, сообщества, зоогеография, история формирования) / О. Т. Русинек. – М. : Товарищество научных изданий, 2007. – 571 с.

Любителям каких видов рыб стоит опасаться паразитов

Рыбные блюда

На чтение 2 мин Просмотров 1к.

Среди современных гурманов огромное количество любителей рыбы. Это связано не только с массой кулинарных блюд, которые можно приготовить на основе такого ингредиента, а с множеством полезных элементов в его основе. Но и  сбрасывать со счетов опасность, несущую жителями водных глубин для человеческого организма, точно не стоит. Да, уже весь мир знает о смертельном яде тропической фугу, способный парализовать тело, однако даже привычные обитатели морей и речных водоёмов, к которым система пищеварения уже привыкла, могут нести угрозу. Например, селёдка, карась, окунь и другие виды.

 В чём же конкретно заключается угроза рыбы для здоровья и жизни человека? В наличии паразитов. Если кто-то склонен считать, что только пресноводные категории могут наградить организм глистами, то морская рыба не исключение. Специалисты утверждают, что солёная вода не способна предотвратить размножение гельминтов, которые с лёгкость поражают рыбье тело. Так же известны самые распространенные виды паразитов:

  • такой ленточный червь, как широкий лентец, наиболее распространённое явление для семейства лососевых. Его можно обнаружить в икре или в филейной части этой рыбы. Этот вид гельминтов провоцирует развитие дифиллоботриоза;

  • сельдяной червь начинает развиваться, когда на производстве была нарушена технология хранения морепродуктов. Частый гость во внутренностях нототении, хека, скумбрии, салаки;
  • кошачья двуустка – паразит-сосальщик, который нередко встречается в рыбе чехонке;

  • нематоды предпочитают жить в морской рыбе, например, в селёдке, камбале, лососе, треске;
  • цестоды ещё один вид паразитов, который не переборчив в видах рыбы, поэтому развиваются в речных и морских обитателях, например, в щуке, окуне, форели; 

  • трематоды  очень коварные паразиты, выбирающие в качестве среды обитания не только рыбу, но и других морских жителей – раков, моллюсков. Вызывают такие заболевания, как описторхоз и клонорхоз.        

 Как правило, заражение человека различными паразитарными отрядами, живущих в рыбе, происходит при нарушении процесса приготовления данного продукта или при употреблении его без предварительной термической обработки.  Поэтому крайне важно придерживаться некоторых правил, прежде чем полакомиться любимым морепродуктом:

  • оптимальное время варки рыбы, при котором уничтожаются все паразиты – это 15 минут с момента закипания воды;

  • запекать в духовке или обжаривать на сковороде рыбный продукт следует при температурных показателях 180 градусов;
  • сырую рыбу разрешается употреблять только после получения результатов о её пригодности.

В Роспотребнадзоре рассказали об опасных для человека паразитах

В 2020 году в России 9 932 человека заразились самым распространённым видом гельминтоза – описторхозом. Это заболевание передаётся через пресноводную рыбу. При этом 76,3% заразившихся – горожане. 

Среди заболевших есть и дети до 17 лет, их – 1 068. Чаще всего этими паразитами заражаются жители бассейнов рек Оби, Иртыша, Томи и их притоков. Это объясняется местным обычаем есть сырую рыбу.

Помимо описторхоза существуют такие разновидности гельминтоза как: клонорхоз, анизакидоз, дифиллоботриоз и т.д. Паразиты наносят существенный ущерб здоровью человека и могут привести к летальном исходу.

Трихинеллез

Причиной заражения людей трихинеллезом служит мясо домашних и диких животных, не прошедшее ветеринарно-санитарную экспертизу: добытое на охоте, приобретенное в местах несанкционированной продажи, из личного подворья, купленное на рынках, напоминают в Роспотребнадзоре.

В 2020 г. зарегистрировано 20 случаев трихинеллеза (0,01 на 100 тыс. населения), это в три раза меньше, чем годом ранее. Среди детей до 17 лет зарегистрировано 3 случая. За январь – сентябрь 2021 года зарегистрировано 20 случаев трихинеллеза в 8 субъектах Российской Федерации. За 9 месяцев 2021 году заболевание выявили у 20 человек.

Описторхоз

Описторхоз считается одним из самых опасных и распространённых паразитарных заболеваний, передающихся через рыбу. Человек заражается при употреблении в пищу рыбы семейства карповых: язь, елец, плотва, лещ, линь, красноперка, уклея, гольян, жерех, подуст и других в необеззараженном виде. 

Анизакидоз

Это заболевание вызывается личинками гельминтов и характеризуется развитием патологического процесса в желудочно-кишечном тракте.

Потенциальными носителями личинок анизакиид являются представители более 20 семейств промысловых морских рыб, ракообразных и моллюсков, в том числе нототения, скумбрия, тунцы, сардины, кета, горбуша, сельдь, треска, салака, ставрида, пикша, морские окуни, камбала, рыба-сабля, кальмары и другие.

Зараженность рыбы личинками анизакиид морской рыбы может достигать до 100%. 

Дифиллоботриозы

Это гельминтоз тоже вызывает поражение желудочно-кишечного тракта, часто сопровождается развитием анемии.

Основным источником заражения дифиллоботриозом для человека являются не только рыбы, обитающие в пресноводных водоемах: щука, окунь, налим, ерш, судак, а также морские рыбы, которые нерестятся в пресноводных реках: тихоокеанский лосось, горбуша, кета и другие.

Обработка продуктов от паразитов

Для уничтожения гельминтов и их личинок мясо и рыбу нужно подвергнуть тепловой обработке. При этом варить рыбу нужно в течение 15 мин с момента закипания; жарить в распластанном виде и обязательно в масле до 20 мин.

Если говорить о засолке рыбы, то мелкую рыбёшку нужно солить в течение 14 дней, крупную (более 25 см) в течение 40 суток в расчёте 2 кг соли на 10 кг рыбы.

Личинки описторхисов погибают и при низкой температуре (минус 40 градусов в толще рыбы) в течение 7 часов. То же происходит с личинками анизакиид.

Как сообщают в Роспотребнадзоре, чаще всего люди заражаются гельминтозами в прибрежных городах и посёлках, где много рыбаков и рыбу можно купить у частников и браконьеров на несанкционированных рынках. Там же можно встретить рыбу и рыбную продукцию, вывезенную из очагов описторхоза и дифиллоботриоза.

 

Если вы нашли ошибку, пожалуйста, выделите фрагмент текста и нажмите Ctrl+Enter

Гельминтозы, передающиеся через рыбу

Гельминтозы, передающиеся через рыбу

Рыба – ценный продукт питания, богатый источник полноценного белка, легкоусвояемого жира, богатого жирорастворимыми витаминами, употребление которых необходимо как взрослым, так и детям.
По биологической ценности белки рыбы не уступают белкам мяса и значительно легче перевариваются ферментами желудочно-кишечного тракта, хорошо усваиваются организмом человека. Но, к сожалению, рыба является не только очень полезным, но и может быть опасным продуктом. Через различные виды рыб можно заразиться гельминтозами.  Рассмотрим наиболее распространенные из них.

Описторхоз. Описторхоз – заболевание печени и желчевыводящих путей, вызываемое плоскими червями-паразитами, которые попадают в организм человека посредством употребления в пищу рыбы, зараженной личинками. Две трети мирового ареала возбудителя описторхоза приходится на территорию России.
Неблагополучными  территориями по описторхозу являются бассейны рек Оби, Иртыша, Урала, Волги, Камы, Днепра, Дона, Северной Двины, Немана, Енисея.

Важное значение в распространении возбудителя описторхоза приобрели массовые миграции населения, отток людей, занятых на вахтовой и экспедиционно-вахтовой работе на эндемичных территориях по описторхозу. В результате происходит вывоз инвазии на другие территории.

Фактором передачи описторхоза является промысловая рыба семейства карповых, которая обитает во внутренних водоемах страны, – язь, елец, лещ, плотва, зараженность которых личинками описторхид достигает 60 – 100%.
Заболевает описторхозом человек, употребивший рыбу без достаточной термической обработки, а также вяленую, сушеную и малосоленую.

Инкубационный (скрытый) период при описторхозе составляет 2-4 недели.

В клиническом течении болезни различают острую и хроническую стадию.

В острой стадии описторхоз протекает как острый аллергоз. Выявляются следующие признаки: повышение температуры тела, боли в животе, чаще в правом подреберье, различные кожные высыпания.

Для хронической стадии характерны явления холецистита с периодическими обострениями и ремиссиями. Больных беспокоят тяжесть и периодические возникающие боли в правом подреберье, эпигастрии, снижение аппетита, тошноту, вздутие живота, запор, либо жидкий стул с развитием дисбактериоза.
Исходом заболевания без лечения являются цирроз и рак печени.

Анизакидоз. Это паразитологическое заболевание человека, вызываемое личинками гельминтов, характеризующееся развитием патологического процесса в желудочно-кишечном тракте. Потенциальными носителями личинок анизакид и других опасных для человека и животных гельминтов морской фауны являются представители более 20 семейств промысловых морских рыб, ракообразных и моллюсков, в том числе нототения, скумбрия, тунцы, сардины, кета, горбуша, гольцы, сельдь, треска, салака, ставрида, пикша, морские окуни, камбала, рыба-сабля, кальмары, креветки и другие.

Человек заражается при употреблении в пищу морских рыб и морепродуктов, в которых содержатся жизнеспособные личинки.

Случаи заболевания анизакидозом регистрируются во многих странах Европы, Южной и Северной Америки, Юго-Восточной Азии, реже – на территории России (в регионах, имеющих выход к северным морям). Заболеваемость людей имеет стойкую тенденцию к росту в связи с увеличением потребления в пищу населением многих стран морских рыб, креветок, кальмаров, осьминогов и других продуктов моря, а также в связи с улучшением диагностики этого заболевания.

В последние годы в России широкое распространение получили кулинарные традиции Японии, Кореи, Китая и других стран Юго-Восточной Азии, где многие блюда готовятся из сырой или полусырой рыбы, ракообразных, кальмаров и других моллюсков. Традиционное для населения Российского Севера и Дальнего Востока употребление в пищу сырой или недостаточно просоленной или копченой рыбы и икры “пятиминутки”, создают реальную опасность для распространения в стране анизакидоза.
Зараженность рыбы личинками анизакид морской рыбы может достигать до 100%, может быть  до 1 тысячи личинок в одной рыбе. Личинки анизакид достаточно стойки к воздействию различных факторов и могут долго сохранять жизнеспособность в мертвой рыбе. Стойки к низким температурам.

Замораживание рыбы до -18°С приводит к гибели всех личинок анизакид через 14 суток; при -20°С они погибают в течение 4-5 суток; при -30°С гибнут в течение 10 мин. В кальмарах личинки анизакид погибают при -40°С за 40 мин; при -32°С – за 1,5 часа; -20°С – за сутки.
Личинки анизакид могут переносить повышение температуры до +45°С. При температуре +60°С и выше они погибают в течение 10 мин. Таким образом, копчение свежевыловленной рыбы в температурном интервале +45-60°С не гарантирует ее обеззараживание от личинок анизакид.

Инкубационный период составляет от нескольких часов до 7-14 суток. Во многом, клиническая картина заболевания обусловлена местом локализации паразитов. При нахождении личинок в просвете кишечника симптоматика может быть весьма скудной.
При желудочной локализации (наиболее частая форма заболевания) больных беспокоит сильная боль в эпигастрии, тошнота, рвота, иногда с кровью. При кишечном анизакидозе больные жалуются на боли в области пупка и в правой подвздошной области, урчание в животе, метеоризм. Возможно возникновение симптомокомплекса острого живота, характерного для аппендицита или непроходимости кишечника.

Течение заболевания может быть острым, подострым или хроническим.

Дифиллоботриоз. Это гельминтоз, протекающий с признаками преимущественного поражения желудочно-кишечного тракта и часто сопровождающийся развитием анемии.

Возбудители дифиллоботриоза относятся к отряду Pseudophylidea и насчитывают 12 видов лентецов.
Очаги дифиллоботриоза существуют на озере Байкал, в низовьях Оби, на озерно-речных системах Енисейско-Ленского региона. Интенсивные очаги с возбудителем D.latum приурочены к долинам рек Оби, Иртыша, Волги, Камы, Днепра, Северной Двины, Дона, Енисея.

Заражение человека происходит при употреблении свежей, недостаточно просоленной икры и сырой рыбы. Окончательными хозяевами лентеца широкого являются человек, собаки, кошки, медведи, лисицы, свиньи. Промежуточные хозяева — пресноводные рачки (циклопы, диаптомусы), дополнительные — пресноводные рыбы.

Инкубационный период составляет от 20 до 60 дней. Заболевание начинается постепенно. Возникает тошнота, реже — рвота, боли в эпигастрии или по всему животу, снижается аппетит, стул становится неустойчивым, появляется субфебрилитет. Параллельно появляются и нарастают признаки астено-невротического синдрома (слабость, утомляемость, головокружение) и В12-дефицитной анемии.

Меры профилактики просты:

  • охранять водоемы от загрязнения нечистотами человека и животных. Не скармливать домашним животным сырую рыбу и рыбные отходы;
  • рыбу употреблять в пищу только вареную, прожаренную, копченую или хорошо просоленную;
  • варить или жарить рыбу необходимо порционными кусками в течение 20 минут с момента закипания воды или жира, желательно под крышкой; рыбные пельмени – не менее 5 минут с момента закипания;
  • жарить в распластанном виде также небольшими кусками не менее 15-20 минут;
  • солить из  расчета:2 кг соли на 10 рыбы с двухнедельной выдержкой, крупную (свыше 25 см) в течение 40 суток;
  • вялить в течение 3 недель с предварительным трехдневным посолом: 2 кг соли на 10 кг рыбы;
  • выпекать пироги с рыбой в течение часа;
  • варить и жарить пельмени с рыбным фаршем и котлеты из него 15-20 минут;
  • тщательно проваривайте морские продукты;
  • запрещается употребление в пищу сырой рыбы, «строганины», «патанки», с какими бы приправами они не делались.

Для обеззараживания рыбы от личинок необходимо применение режима низкотемпературного воздействия (в соответствии с требованиями санитарных правил СанПин 3.2.3215-14 «Профилактика паразитарных болезней на территории Российской Федерации»).

Посмотрите, как морской паразит поедает язык рыбы, чтобы выжить

Крошечные, но опасные паразиты обитают в теплых морских водах, в том числе в Мексиканском заливе. Недавно одного из таких ракообразных обнаружили в атлантическом горбыле, пойманном в государственном парке острова Галвестон в Техасе. Язык рыбы полностью отсутствовал, зато на его месте находился паразит.

Есть несколько видов вшей, живущих на языке у рыб. Наиболее известные из них — Cymothoa exigua. Согласно исследованию, опубликованному в 2014 году в Международном журнале паразитологии, многие виды нацелены на один конкретный вид рыб, точно так же, как тропические мотыльки эволюционировали, чтобы питаться конкретными орхидеями. Но ученым еще ни разу не удавалось запечатлеть паразита, живущего в атлантическом горбыле.

Посмотрите, как морской паразит поедает язык рыбы, чтобы выжить

Когда группа молодых изопод находит рыбу, существа заплывают в жабры рыбы и цепляются за нее своими остроконечными когтистыми ногами. На этом этапе жизненного цикла все вши являются самцами, но одна вошь вырастает больше остальных, пробирается в рот рыбы и становится самкой. Там она крепится к кровеносным сосудам у основания языка и будет питаться, пока язык не сгниет. К счастью, паразиты не интересуются человеческими языками.

Похоже, что подобные паразиты не причиняют существенного вреда рыбе. Вместо этого рыба просто использует изопода как протез языка, и рыба может жить с этими паразитами годами. Между тем, равноногая самка продолжает поедать кровь и слизь изо рта своего хозяина, в то время как самцы остаются в жабрах, иногда пробираясь в рот рыбы, чтобы спариться с ее новым искусственным языком.


Читать далее:

Миллисекунда вместо 30 трлн лет на задачу: Китай представил новый квантовый компьютер

Наш квантовый компьютер, ядерная энергетика и коллайдер: какие прорывы ждать в российской физике

По обрывкам ДНК одного из самых знаменитых индейцев нашли его живого правнука

Паразит, живущий внутри глазного яблока рыбы, контролирует ее поведение

Элизабет Престон

Из-за паразита меня было легко поймать

Dr. Andrew Lee/Solent News/REX/Shutterstock

Обычный паразит, живущий в глазных яблоках рыб, по-видимому, является движущей силой поведения рыбы, дергая за ниточки изнутри ее глаз.

Когда паразит молод, он помогает хозяину оставаться в безопасности от хищников.Но как только паразит созревает, он делает все возможное, чтобы эту рыбу съела птица и тем самым продолжила свой жизненный цикл.

Глазная двуустка Diplostomum pseudospathaceum имеет жизненный цикл, протекающий у трех различных типов животных. Сначала паразиты спариваются в пищеварительном тракте птицы, откладывая яйца с ее фекалиями. Из яиц в воде вылупляются личинки, которые ищут пресноводных улиток, чтобы заразить их. Они растут и размножаются внутри улиток, прежде чем их выпускают в воду, готовые выследить своего следующего хозяина, рыбу.Затем паразиты проникают через кожу рыбы и перемещаются в хрусталик глаза, чтобы спрятаться и вырасти. Затем рыбу съедает птица – и цикл начинается снова.

Многие паразиты могут изменять поведение животного в соответствии со своими потребностями. Мыши, инфицированные паразитом Toxoplasma gondii , например, перестают бояться кошек — животных, внутри которых паразит должен размножаться.

Паразитическая стадия, обитающая в глазах рыб

Михаил Гопко

В исследовании, проведенном в 2015 году Михаилом Гопко из Института экологии и эволюции им. Северцова в Москве, и его коллегами было показано, что рыбы, зараженные неполовозрелыми личинками двуустки, плавают менее активно, чем обычно, что делает их менее заметными для хищников, и их труднее ловить сетью. чем неинфицированные контроли.

Теперь та же команда исследовала радужную форель, на которой обитают зрелые глазные двуустки – паразиты, готовые размножаться внутри птиц-хозяев. Команда обнаружила, что эти форели плавали активнее, чем неинфицированные контрольные особи, и держались ближе к поверхности воды.

Оба признака должны сделать рыбу более заметной для птиц. Когда исследователи имитировали нападение птиц, пролетая тенью над аквариумом, рыба замирала, но зараженная рыба возобновляла плавание раньше, чем незараженная.

Гопко говорит, что оба исследования показывают, что то, как глазные двуустки манипулируют поведением своего хозяина, зависит от их возраста.Неполовозрелые паразиты «слишком молоды и невинны, чтобы заразить следующего хозяина», говорит он, поэтому их цель — защитить рыбу, в которой они живут. Однако зрелые паразиты готовы к размножению — и для этого им нужно проникнуть внутрь. птичий кишечник.

Замороженная рыба

В некоторых более ранних исследованиях предполагалось, что зараженные трематодами рыбы ведут себя иначе из-за ухудшения зрения. Но авторы говорят, что проблемы со зрением не объясняют изменения времени размораживания или противоположные эффекты зрелых и незрелых паразитов.

Исследователи также проверили, сколько времени требуется рыбам, чтобы разморозиться после нападения, когда они были заражены как зрелыми, так и неполовозрелыми паразитами одновременно. Их поведение соответствовало поведению рыб, несущих только половозрелых паразитов. Когда цели паразитов противоречат друг другу, говорит Гопко, «зрелые ребята — явные победители».

Это соответствует схеме, когда молодые паразиты снижают вероятность того, что их хозяин станет добычей, в то время как более старые паразиты увеличивают ее, говорит Нина Хафер, паразитолог из Института эволюционной биологии Макса Планка в Плене, Германия.По ее словам, в нескольких исследованиях зрелые и незрелые паразиты противостояли друг другу в одном хозяине.

«Это помогает показать, на сколько признаков и видов может повлиять манипулирование хозяином, что должно сделать его важным фактором в том, как паразиты изменяют экологические взаимодействия своих хозяев», — говорит она.

Ссылка на журнал: Behavioral Ecology and Sociobiology , DOI: 10.1007/s00265-017-2300-x

Подробнее: Кот заставил меня сделать это: Ваш питомец ссорится с вашим разумом?

Еще на эту тему:

Желтая личинка — обычный рыбный паразит

Опубликовано дек.2019|Идентификатор: NREM-9217

По Марли Бим

Рыболовы часто огорчаются, когда обнаруживают, что их улов кишит личинками. Эти могут быть замечены только после того, как рыба будет очищена или может быть сразу видна на поверхность тела и плавники (рис. 1 и 2). Иногда можно найти рыбу с личинками.

 

 

Рис. 1. Синежаберный с личинками (Фото предоставлено Крейгом Бэннером, Департамент рыбы и дикой природы штата Орегон)

 

 

 

 

 

Рис. 2. Желтые личинки видны снаружи рыбы (Фото предоставлено WorldFieldGuide.com)

 

 

 

 

Возможно, вам больше знаком термин «личинка», относящийся к личинкам жуков – это разные.Желтая личинка — самый распространенный паразит среди наших трематод. Белая личинка и черная личинка тесно связаны между собой и похожи внешне.

 

Что является источником паразита?

Рыбоядные птицы, в том числе цапли, белые цапли, зимородки и бакланы, вводят паразита в пруд.Водные улитки – их следующий хозяин. После разработки в улитка паразит ищет рыбу как окончательного хозяина (рис. 3).

 

 

 

Рисунок 3. Жизненный цикл желтой личинки (Иллюстрация предоставлена ​​Северо-Центральным региональным аквакультурным Центр)

 

 

 

 

Есть ли риск для здоровья человека?

Нет данных о риске употребления рыбы с этим паразитом.

 

Как избавиться от личинок?

В настоящее время прерывание жизненного цикла паразита является единственным методом борьбы с с этим. Это требует времени и терпения. Рассмотрим следующие подходы, чтобы увидеть которые осуществимы в вашей ситуации.

  • Никогда не выпускайте сильно зараженную рыбу обратно в пруд.Закопайте или утилизируйте их в другом месте.
  • Препятствовать использованию водоема птицами, питающимися рыбой, путем ликвидации близлежащих мест для ночлега.
    • Имейте в виду, что обычно незаконно стрелять в рыбоядных птиц или беспокоить их во время они на гнезде.
  • Сокращение популяции улиток.
    • В чрезмерно заросших прудах может помочь применение гербицидов или углубление неглубоких области, чтобы уменьшить количество растений, от которых улитки зависят в качестве пищи и укрытия.
    • Полное уничтожение водных растений — плохая идея: популяции рыб должны быть погружены в воду. заросли сорняков для еды и укрытия, а водные растения на береговой линии уменьшают эрозию волн, помогая предотвратить мутность.
    • Рыба-солнцезавод (рис. 4 и 5), питающаяся улитками рыба, которая является желательным в дополнение к прудам для ловли окуня. При добавлении в пруд с укоренившейся рыбой популяции, они должны быть достаточно большими, чтобы избежать хищничества со стороны окуня. Коммерческий источники трудно найти, что заставляет многих задуматься о ловле и передаче рыба из других прудов.Их можно узнать по нескольким признакам: очень длинная грудная плавник, красный край ушной раковины, три шипа в анальном плавнике и от девяти до 11 шипов. в спинном плавнике. Частные инкубаторы иногда имеют в наличии красную солнечную рыбу для распродажа. Дополнительную информацию см. в документе CR-9205 «Сеголетки для зарыбления в пруду».

 

 

 

Рис. 4. Солнечная рыба Redear (иллюстрация предоставлена ​​Службой охраны рыбных ресурсов и дикой природы США, цифровые СМИ). Библиотека)

 

 

 

 

Нанесите медный купорос на сильно заросшие участки пруда с той же скоростью, что и при водоросли.Местный педагог-консультант округа может посоветовать, как получить ирригационную систему. воды и рассчитать необходимое количество. См. серию информационных бюллетеней OSU для следующие публикации: L-466, Водные гербициды: основная информация для новых аппликаторов и SRAC-360, Борьба с водными сорняками: методы контроля для получения дополнительной информации.

 

Опорожнить и высушить пруд, уничтожив всю рыбу и улиток.Для этого пруд дно должно быть полностью сухим. Если мокрые места невозможно высушить, обработка этих участков рекомендуется с негашеной известью.

 

 

 

Рисунок 5. Солнечная рыба Redear (фото предоставлено Куртом Куклински, Департамент охраны дикой природы штата Оклахома)

 

 

 

 

Сколько времени потребуется, чтобы увидеть эффекты?

Приведенные выше шаги направлены на то, чтобы разорвать жизненный цикл паразита и предотвратить или уменьшить новые паразиты, зарывающиеся в вашу рыбу.Существующие личинки, уже находящиеся в рыбе, будут в конце концов умирают и поглощаются. Время, необходимое для исчезновения личинок, неизвестно но возможны периоды более одного года.

Была ли эта информация полезной?
ДА НЕТ

Паразиты рыб в местных ручьях

Др.Кейт Годдард из биологии и некоторые из ее бывших студентов опубликовали статью с доктором Питером Чи из отдела математики и компьютерных наук в декабре 2017 года об их исследовании паразитов рыб в местных ручьях.

Рыбы, как и все другие существа, переносят болезни и паразитов. Обычными пресноводными паразитами в этой области являются паразиты-плоские черви «черные пятна», получившие свое название из-за того, что они вызывают появление черных пигментных пятен на коже рыбы. «Желтая личинка» и «белая личинка» — это крошечные плоские черви, паразитирующие в мышцах и внутренностях рыбы соответственно.Паразиты у рыб и других существ, включая людей, часто можно допустить, если человек здоров и количество паразитов невелико. Если человек испытывает стресс из-за недоедания или загрязнения окружающей среды, паразиты могут не переноситься, и человек может заболеть и умереть.

Паразиты имеют увлекательные и сложные жизненные циклы, в которых могут участвовать два или даже три хозяина, или жизненный цикл не может быть завершен. Например, в жизненном цикле черной пятнистости-паразита: взрослые черви у рыбоядных птиц сбрасывают в воду яйца, которые вылупляются и созревают до определенной стадии у улиток.Частично созревшие черви выходят из улитки и внедряются в рыбу, с которой им случается столкнуться. Червь остается в рыбе до тех пор, пока рыбу не съест птица, например зимородок. Черви созревают до взрослой стадии в птице, и цикл начинается снова.

Мы изучили географическое распространение и обилие пяти паразитов у двух распространенных видов рыб в бассейне реки Дарби-Крик: черноносого ельца Rhinichthys atratulus , обитающего во всех частях водораздела, кроме самой нижней, и мумихога Fundulus heteroclitus , обитающего только в нижнем водоразделе. F. heteroclitus более известен как солончаковая рыба, поэтому интересно, что она водится в ручьях Дарби и Макинипаттис; известно, что он обитает в пресной воде в ряде географических районов по всему ареалу. Мы обнаружили, что на паразитизм, по-видимому, негативно повлияло городское развитие, поскольку окончательные (птицы) хозяева были менее доступны для белой личинки, черной пятнистости, желтой личинки и паразита-круглого червя, называемого Eustrongylides sp. завершить свой жизненный цикл на некоторых участках водораздела.В нижнем водоразделе у обоих видов рыб мы обнаружили паразитов под названием «колючий червь». Высокие уровни вышеназванных паразитов отмечены на двух высокоразвитых участках нижнего водораздела. Эти участки находятся рядом с Национальным заповедником дикой природы Джона Хайнца или на его территории, где обитают многочисленные птицы. Загрязнение, обнаруженное в этом районе, могло ослабить иммунную систему рыб, но ни у одной из 500 особей, которых мы собрали, не было признаков опухолей или недоедания. В заключение следует отметить, что паразиты нижнего водораздела являются естественной частью сложного водного сообщества, поддерживаемого уникальным наличием городского заповедника дикой природы.

Ссылка: Рекуа, Э.Р., Муч, К., Белл, Дж., Бемис, К., Рекуа, Л.С., Ордог, С., Чи, П. и Годдард, К., 2017. Географическое распространение многоклеточных паразитов Rhinichthys atratulus atratulus и Fundulus heteroclitus на всей территории пригородно-городского водораздела Дарби-Крик, Пенсильвания. Журнал Пенсильванской академии наук , 91 (2), стр. 112–133.

Неряшливая рыба | Рыбалка | Департамент рыбы и дичи Нью-Гэмпшира

Ручьевая форель с болезнью черной пятнистости.Кредит фотографии: Пол Грей. Выберите изображение для увеличения.

 

Желтый окунь, зараженный желтыми личинками прямо под кожей вдоль спины рыбы. Фото Ж. Виара.

Выберите изображение для увеличения.

Нередко можно поймать пресноводную рыбу, которая выглядит «грязной» — зараженной комками размером с булавочную головку, имеющими цвет от белого до желтого или черного.Многие задаются вопросом, не является ли это какой-то новой болезнью? Безопасно ли есть рыбу? Это не новая болезнь, и люди могут безопасно употреблять в пищу «грязную» рыбу, если она полностью приготовлена, тем самым убивая личинок.

 

У некоторых рыб поражены только кожа и плавники. Другие нацелены на их мускулатуру, а у некоторых могут быть затронуты один или несколько внутренних органов. Все эти личинки являются инцистированными личинками плоских червей (дигенетическими трематодами).

 

Кисты, которые кажутся черными, являются результатом пигмента меланина, вырабатываемого рыбой-хозяином и откладывающегося вокруг кист. Это состояние известно как дисплоптомоз и вызывается червем-трематодой рода Neascus. Кисты, имеющие цвет от белого до желтого, вызваны трематодой, известной как Clinostomum marginatum, , также известной как «желтая личинка».

 

Дигенетические трематоды включают многочисленные виды, большинство из которых паразитируют, то есть живут в организме хозяина за счет хозяина.Эти трематоды используют двух или трех хозяев в течение своего жизненного цикла. Те, которые вызывают грязную рыбу, обычно используют улиток, рыбу и рыбу, поедающих птиц и млекопитающих.

 

Если паразитарная инфекция не является экстремальной для данного хозяина, взрослые особи и личинки двуустки рыбной личинки обычно не причиняют серьезного вреда хозяину. Улитка, вероятно, больше всего страдает из-за интенсивного размножения внутри себя личиночных форм. Иногда рыбам-хозяевам может быть причинен вред жизненно важным органам.

 

Эти два вида дигенетических трематод зависят от хозяина, и, к счастью, люди не входят в этот список. Неряшливая рыба безопасна в обращении и может безопасно потребляться людьми при условии, что она полностью приготовлена, что убивает личинок. Мы рекомендуем всякий раз, когда вы держите рыбу, выбрасывать ненужные части в мусор, а не обратно в какой-либо водоем.

 

Обобщенный жизненный цикл паразитов черной пятнистости и желтой личинки.

 

Для получения дополнительной информации обращайтесь в отдел рыболовства и охоты NH, отдел внутреннего рыболовства, (603) 271-2501.

 

Руководство любителя по выявлению морских аквариумных паразитов

Примечание редактора: не забудьте проверить нашу базу данных вредителей.

Большинство аквариумистов, занимающихся морскими аквариумами, прекрасно осведомлены о случаях заражения тропических морских рыб Cryptocaryon irritans (морская ихтиофтириоз) и Amyloodinium ocellatum (бархат).Однако это не единственные внешние паразиты, вызывающие проблемы в хобби. Осведомленность о симптомах и способах лечения других распространенных паразитов может уберечь аквариумистов от разочаровывающих неудач, ненужных расходов и гибели скота. Это руководство предназначено для любителей, а не для правильной идентификации паразитов или других патогенов с помощью микроскопа или других лабораторных диагностических инструментов.

Если вы подозреваете, что ваша рыба не в лучшем состоянии, первое, с чего нужно начать, это проверить качество воды.Проверьте все параметры воды, так как проблемы со здоровьем рыб часто начинаются и заканчиваются здесь. При хорошем качестве воды, низкой стрессовой среде и правильном питании животные могут выздороветь без дополнительных усилий.

Даже когда все параметры находятся в допустимых пределах, рыба может положительно реагировать на подмену воды. Смешивайте и аэрируйте свежую соленую воду не менее чем за двадцать четыре часа до использования. Это дает достаточно времени для стабилизации химического состава воды и полного растворения солей. Подберите параметры рН и температуры близко к вашему аквариуму.Соленость менее критична, если в аквариуме не содержатся беспозвоночные.

Есть много вопросов, которые вы должны задать себе, прежде чем решить, что делать дальше. Рассмотрите недавнюю историю животных и аквариума по возможным причинам, по которым рыба может быть не в лучшем состоянии. Добавили ли вы новых животных в аквариум за последние несколько недель? Когда было последнее дополнение к танку? Вы изолируете всех вновь приобретенных рыб перед тем, как добавить их в аквариум? Вы вносили какие-либо изменения в оборудование? Используете ли вы какие-либо новые продукты или пришло время внести больше разнообразия в рацион вашего стада? Как пахнет аквариум? Вода выглядит мутной, если смотреть на аквариум с одного конца? Замечали ли вы какую-либо агрессию между жителями?

Заметили ли вы какие-либо изменения в поведении ваших акций? Все ли рыбы едят так же хорошо, как обычно? Их цвета выглядят такими же яркими, как всегда? Рыбки активны и бдительны? Царапаются ли они о предметы в аквариуме, или вы заметили какие-либо изменения в частоте их дыхания? Изменения в поведении могут быть первыми признаками проблем.Ежедневно наблюдайте за своей рыбой, чтобы быстро заметить любые изменения в ее поведении. Не пропустите сигналы раннего предупреждения, которые могут дать качество воды, история и поведенческие изменения.

Проверяйте рыбу на наличие видимых симптомов болезни, прежде чем переместить ее в лечебный аквариум. Вы можете осмотреть рыб, пока они еще находятся в вашем аквариуме, заманив их в ловушку на стекле сеткой или контейнером. Затем внимательно посмотрите, используя яркий свет и увеличительное стекло. Это даст вам гораздо лучший способ рассмотреть рыбок, чем когда они свободно плавают по аквариуму.

Brooklynella hostilis

Brooklyella hostilis может инфицировать широкий спектр морских костистых рыб. Чаще всего встречается у рыб-клоунов и морских коньков, особенно у диких особей. Это оппортунистический паразит, который часто заражает животных в плохих условиях или тех, которые подверглись сильному стрессу или недавно были обработаны. Отравление аммиаком может сделать рыбу более восприимчивой из-за повреждения кожи и жабр.

Brooklynella hostilis вызывает быструю смертность при питании эпителиальными и кровяными клетками кожи и жабр.Наиболее серьезно повреждается жаберный эпителий. Заражение часто сопровождается, как и при многих видах наружных паразитов, вторичной бактериальной инфекцией. Причиной смерти является потеря эпителия, приводящая к нарушению способности поддерживать осмотический баланс.

Размножение

Размножение путем простого деления клеток. Передача происходит от рыбы к рыбе, поэтому непосредственная близость других рыб является важным фактором.

Симптомы

Поражения на теле сначала появляются в виде небольших обесцвеченных очагов, которые увеличиваются в размерах и распространяются.Эти поражения обычно видны в областях вокруг головы и жабр. Обратите внимание на вялость, потерю аппетита, повышенную секрецию слизи, скрытность, респираторный дистресс, мутные глаза и открытые жаберные крышки. По мере обострения инфекции эпителий отслаивается. Это может иметь вид нитевидного материала, свисающего с рыбы. Потеря веса, поскольку рыбы теряют способность к осморегуляции, наблюдается в запущенных случаях. По мере прогрессирования инфекции могут развиваться вторичные бактериальные инфекции.

  • обесцвеченные районы кожи, которые растут в размерах и распространении
  • Избыточная слизь
  • потеря аппетита
  • летаргия
  • летаргия
  • пряча
  • Потеря веса
  • Подвешивание на поверхности или сидение на дне аквариума
  • Вторичная микробная (бактериальная или грибковая) инфекция

Лечение

на сорок пять минут.Тем не менее, формалин не следует использовать с рыбой, с которой недавно обращались, которая была повреждена или имеет открытые раны. Ловите рыбу для лечения, используя прозрачные пластиковые пакеты или контейнеры и избегайте использования сетей, которые могут повредить слой слизи или ткани рыбы.

Если рыба ранена или имеет открытые раны, поместите ее в карантинный аквариум с низкой соленостью (соленость примерно 14 ppt) как минимум на двадцать четыре часа, прежде чем приступить к погружению в формалин. Добавьте полимер, такой как Pro Tech Coat Marine™ или StressGuard™, в карантинный резервуар, чтобы он служил временной заменой слизистого слоя.

В перерывах между обработками держите рыбу в гипосоленой (низкосоленой) среде. Это должно помочь облегчить некоторые трудности в поддержании осмотического баланса, связанные с Brooklynella hostilis . Оставьте рыбу в циклическом карантинном аквариуме на семь или более дней после завершения всех процедур.

Некоторые авторы предлагают комбинировать формалин с малахитовой зеленью в лечебных ванночках. Мой предпочтительный метод исключает использование малахитовой зелени из-за дополнительной токсичности и последующего стресса, который он добавляет рыбам, которые уже находятся в ослабленном состоянии.Лечение антибиотиками может быть необходимо, если становится очевидной вторичная бактериальная инфекция.

Турбеллярная инфекция

Турбеллярная инфекция обычно упоминается любителями как «черный зудень» или «болезнь Тан». Это паразитический плоский червь, поражающий кожу и жабры. Паразит вызывает реакцию гипермеланизации, приводящую к появлению темных очагов (черных пятен) на коже. Хотя это легче всего увидеть на светлых рыбах, таких как «желтые хвостовики», это не ограничивается хирургами. Сообщалось также о турбеллярных инфекциях губана, рыб-ангелов, бычков-бабочек и опистогнатид.

Размножение

Размножение во многом сходно с Cryptocaryon irritans (морской ихтиофтириоз). Паразит питается хозяином около шести дней, а затем покидает рыбу, чтобы расти и размножаться. Только что вылупившиеся молодые особи затем находят нового хозяина или повторно заражают исходного. Однако, в отличие от Cryptocaryon irritans , турбеллярные черви также могут передаваться непосредственно от рыбы к рыбе. Поскольку этот паразит способен размножаться вне организма хозяина, может оказаться необходимым оставить выставочный аквариум без рыб на несколько недель, чтобы уменьшить вероятность повторного заражения.

Симптомы

Ищите маленькие, черные, похожие на перец пятна, в основном на теле рыбы. Инфекция может привести к дерматиту, воспалению и кровоизлияниям кожи и вторичной бактериальной инфекции. Рыба может мерцать (царапаться) о предметы в аквариуме, быть вялой, иметь блеклую окраску и может перестать есть.

  • Черные пятна перцового вида.
  • Выцветые цвета
  • Отслаивающиеся, воспаление или кровоизлияние кожи
  • царапания
  • Щелклые плавники
  • ракушек
  • потерю аппетита
  • потерю аппетита
  • вторичная микробная инфекция

Лечение

Несколько различных методов лечения могут быть успешными .Погружения в пресную воду могут помочь при легких инфекциях. Формалиновые растворы обычно хорошо работают. Органофосфаты также могут быть эффективными. Рекомендуются повторные обработки. Формалин следует использовать в серии из трех погружений, по одному на каждый третий день. Если вы выбрали купание в пресной воде, проводите серию из не менее трех процедур один раз через день. Фосфорорганические соединения следует использовать в течение трех дней подряд. Помните о возможности вторичной бактериальной инфекции из-за ран, вызванных этим паразитическим червем.

 

Моногенетические трематоды

Моногенетические трематоды — распространенные паразиты, питающиеся поверхностными слоями кожи и жабр, насчитывающие около полутора тысяч видов. Иногда их называют кожными, жаберными или глазными двуустами. Моногенетические трематоды могут присутствовать в небольшом количестве, не вызывая проблем. Тяжелая инфекция является хорошим индикатором плохого качества воды и других стрессовых условий, таких как скученность. Серьезные инфекции могут привести к вторичной бактериальной или грибковой инфекции.Передача у живородящих видов может происходить от рыбы к рыбе.

Размножение

Живородящие виды размножаются на рыбе. Яйцекладущие виды откладывают яйца, которые обычно отпадают от рыбы для развития и вылупления. После вылупления заразная стадия ищет хозяина. На скорость размножения обычно влияет температура воды, при этом популяция удваивается всего за двадцать четыре часа. Яйца некоторых видов вылупляются через 10–21 день (температура 68–77°F), что требует еженедельных обработок в течение как минимум трех недель.Моногенетические трематоды голодают в течение нескольких недель без рыбы-хозяина. Учитывая, что для вылупления яиц некоторых видов требуется до трех недель, может быть целесообразно оставить систему без рыбы более чем на тридцать дней, чтобы очистить систему от этого паразита.

Симптомы

Сосальщики часто слишком малы, чтобы их можно было увидеть невооруженным глазом. Мутные или неравномерные участки на коже, очаговые кровоизлияния, гиперплазия, разрушенные плавники и избыточное выделение слизи являются симптомами видов, атакующих кожу.Затрудненное дыхание, зависание на поверхности воды, сидение на дне, потеря веса, открытые жаберные крышки или открывание одной жабры за раз могут свидетельствовать о паразитах в жабрах.

Capsaloidea — крупные черви, которые могут царапать предметы в аквариуме. Neobenedenia melleni — крупный вид с пристрастием к глазам. Они могут нанести серьезный вред глазам и коже. Виды микрокотилей обычно встречаются на жабрах ангелов и рыб-бабочек. Они могут не вызывать явных симптомов до тех пор, пока инфекция не разовьется.

  • Мутные или неравномерные участки кожи
  • Очаговые кровоизлияния
  • Гиперплазия (аномальный рост клеточных тканей)
  • Эрозия или потертость плавников
  • Избыточное выделение слизи
  • Респираторный дистресс 90 дно
  • Открытые жаберные крышки, особенно с одной стороны за раз
  • Потеря веса
  • Расчесывание

Лечение

Формалин, фосфорорганические соединения или растворы в пресной воде – все это потенциальные методы лечения.Погружения в пресную воду могут подойти для некоторых видов. Другим может потребоваться серия погружений в формалин. Длительное лечение в условиях гипосолености может быть эффективным против Neobenedenia melleni , поскольку жизнеспособность яиц значительно снижается при солености менее 20 частей на триллион. Жаберные паразиты могут быть более устойчивыми к лечению, чем паразиты кожи.

Возможно, вам придется поэкспериментировать с лечением, так как устойчивость зависит от вида моногенетических трематод. С некоторым успехом использовались органофосфаты, растворы в пресной воде, растворы в формалине, гипосоленость и медь.Другие препараты, такие как медендазол, бензокаин и, в частности, празиквантел, также оказались успешными. Празиквантел безопасен и может быть предпочтительным методом лечения. Если лечение празиквантелом не дало результатов, потребуется другой метод. Губан-чистильщик и неоновые бычки, кажется, поедают некоторых из этих паразитов, хотя неясно, могут ли они контролировать тяжелую инфекцию.

Trichodina

Существует около 70 морских видов Trichodina. Обычные виды питаются кожей, слизью и кровью на коже и жабрах и могут повреждать ткани своими постоянно бьющимися ресничками.Их иногда называют «летающими тарелками» из-за сходства под микроскопом. Более мелкие виды, как правило, поражают жабры, и количество видов рыб, на которых они встречаются, ограничено. Более крупные виды, по-видимому, предпочитают кожу и менее специфичны для хозяина.

Размножение

Размножение путем бинарного слияния и конъюгации. Трансмиссия прямая. Однако в нормальных условиях триходины безвредны. Обычно они не вызывают проблем, если потенциальные хозяева не находятся в ослабленном состоянии из-за стресса или болезни.

Симптомы

Ищите респираторный дистресс, повреждение кожи, потерю чешуи, открытые жаберные крышки, зажатые плавники, красные кровавые пятна и царапины. Инфекции обычно хронические, а не острые. Сильно зараженная рыба может стать анорексичной и вялой.

  • Урон ущерба для кожи и потерю масштаба
  • Респираторное бедствие
  • красные кровавые пятна на коже
  • открытыми крышками Гилл
  • Зажатые плавники
  • царапания
  • Потеря апетита
  • Lethargy

Лечение

рыба обычно устойчивы к trichodina при условии низкого уровня стресса, хорошего качества воды и адекватного рациона.Обильная подмена воды с использованием хорошо выдержанной и аэрированной соленой воды является хорошим первым шагом. Рыба может выздороветь без лечения при улучшении условий воды. Одного погружения в пресную воду или формалина обычно достаточно, чтобы избавить рыбу от триходины на коже и жабрах.

Uronema marinum

Uronema marinum является свободноживущим, а не облигатным паразитом, поскольку питается живой пищей, мертвыми тканями и бактериями. Однако этот паразит условно-патогенный и часто встречается у недавно захваченных, перевезенных или ослабленных хозяев.Плохие условия и стресс считаются факторами, поскольку они негативно влияют на иммунную систему хозяина. Uronema marinum заражает рыбу в широком диапазоне температур и солености и проникает во внутренние органы на поздних стадиях.

Размножение

Размножение делением.

Симптомы

В начале повышенное выделение слизи и гиперактивность могут рассматриваться как симптомы инфекции Uronema marinum . Очаговая депигментация, изъязвление и изъязвление кожи, респираторный дистресс, вялость, мерцание, зажатые плавники, беспорядочное плавание, задыхание на поверхности или лежание на дне аквариума являются симптомами.Также могут проявляться приподнятые чешуйки с кровянистыми пятнами (кровоизлияниями). Эти поражения бывает трудно отличить от поражений, проявляющихся при вибриобактериальных инфекциях.

  • Избыточная слизь Производство
  • Гиперактивность на раннем возрасте инфекции
  • очагов
  • очаговый пигментация
  • изъязвление и точечная кожа
  • респираторное бедствие
  • Lethargy
  • зажимные плавники
  • зажимают на поверхности или сидя на дне
  • Приподнятая чешуя с кровавыми пятнами
  • Вспышка
  • Беспорядочное плавание

Лечение

Крайне важно начать лечение заблаговременно до того, как этот паразит проникнет во внутренние органы.Ранние стадии инфекции можно контролировать с помощью растворов в пресной воде или формалине (Basiola and Gratzek, 1992). О некоторых успехах сообщалось при применении нитрофуразона и метиленового синего (Chueng et al., 1980. Bassleer, 1983). Экспериментальное лечение противомалярийными препаратами, такими как хлорохин и хинакрин, имеет определенные перспективы. Перекись водорода может быть эффективной против паразитов на внешних поверхностях, но некоторые рыбы плохо ее переносят. Системные инфекции имеют плохой прогноз. Часто встречается вторичная бактериальная инфекция.Может быть целесообразно после купания в формалине или пресной воде провести курс лечения нитрофуразоном.

Определение терминов. Регуляция осмотического давления. Контроль концентрации растворенных веществ в клетках и жидкостях организма животного.

 

Ссылки

  1. Blasiola GC: Болезни декоративных морских рыб.В Gratzek JB, редакторы Matthews JR: Аквариология: наука об управлении здоровьем рыб , Morris Plains, NJ, 1992, Tetra Press, стр. 275-300.
  2. Bassleer G: Uronema marinum новый и распространенный паразит тропических морских рыб, Freshwater Mar Aquar 6:14:78-79, 1983.
  3. Cheung PJ, Nigrelli RF, Ruggieri GD: Studies of the morphology Uronema marinum Dujardin (Ciliata: Uronematidae) с описанием гистопатологии инфекции у морских рыб, J Fish Dis 3:295-303, 1980.

Обнаружение паразитов в торговле декоративными рыбами с использованием ДНК окружающей среды

Dactylogyrus spp. Коллекция эДНК

Все пробы воды, проанализированные на наличие эДНК от видов Dactylogyrus в этом исследовании, были собраны в ходе перекрестного исследования на наличие водных патогенов, включенных в национальный перечень, связанных по крайней мере с одной декоративной рыбой-хозяином 8 . Вкратце, 37 партий декоративных рыб, представляющих 11 выращенных на фермах пресноводных и семь морских диких выловленных видов рыб, были импортированы из Юго-Восточной Азии в Австралию в 2015 году в соответствии с Австралийскими условиями импорта биобезопасности (BICON) и подпадали под действие австралийских карантинных протоколов, которые предусматривали грубый визуальный осмотр и таможенную очистку австралийскими властями. Карантинные службы 9 .«Партия» рыбы была определена как уникальный вид рыбы в партии рыбы, идентифицированный по счету-фактуре, содержащему сведения о количестве и видах рыбы, дате отгрузки, происхождении и месте назначения, сопровождаемому санитарным сертификатом 3,9 . После выхода из карантинной инспекции все партии были доставлены автомобильным транспортом на Утвержденную площадку (Участок АА) в Сиднейском университете (Камден, Австралия).

Партии пресной воды прибыли на Зону АА либо в одном большом пластиковом пакете, либо в нескольких пластиковых пакетах среднего размера, содержащие от 40 до 200 особей в зависимости от вида и размера 8 .Каждый пластиковый пакет содержал примерно 1–5 литров пресной воды и закрывался либо резиновыми лентами, либо металлическими застежками. Все партии были помещены в большие коробки из пенополистирола во время транспортировки (12–48 часов, включая экспорт, доставку, проверку и выдачу импортеру), прежде чем из каждой партии были взяты и сохранены пробы воды. Отрицательные контроли (дистиллированная вода) были собраны перед отбором трехкратных образцов по 15 мл из каждой партии рыбы. Чтобы свести к минимуму риск перекрестного загрязнения эДНК, каждый 15-мл повторный образец был собран из всех пластиковых пакетов, содержащих каждую партию, с использованием новой одноразовой 20-мл стерильной стеклянной пипетки, прикрепленной к автоматическому контроллеру пипеток (EasyPet, Eppendorf).Образцы воды распределяли непосредственно в отдельные предварительно помеченные центрифужные пробирки объемом 50 мл без ДНК, в каждой из которых содержалось 33,5 мл абсолютного этанола и 1,5 мл 3 М ацетата натрия для консервации, а затем хранили при комнатной температуре 16 . После отбора проб воды 30 рыб из каждой партии были случайным образом отобраны, подвергнуты эвтаназии и исследованы на наличие моногенных паразитов путем вскрытия, как описано в отдельном исследовании 10 . Вкратце, все 30 рыб были последовательно обследованы на наличие внешних паразитов опытным паразитологом с использованием составного микроскопа для тщательного изучения образцов жабр от каждой рыбы на наличие или отсутствие паразитов 10 .Размер выборки из 30 рыб на партию был выбран для достижения минимальной распространенности обнаружения 10% с доверительным интервалом 95%, определенным с использованием точной биномиальной аппроксимации 8 . Таким образом, считалось, что образцы, в которых при вскрытии не были обнаружены паразиты, имели очевидную распространенность 0% с 95% доверительным интервалом (ДИ) 0–11,4% при условии идеального теста 8 . Экологическую ДНК экстрагировали с использованием цетилтриметиламмонийбромида (ЦТАБ), что включало выделение фенол-хлороформом и конечное осаждение изопропанолом 16 .Всю ДНК ресуспендировали в 60 мкл буфера 1x Tris-EDTA (TE) и хранили при -20 °C до скрининга на Dactylogyrus spp. эДНК с помощью количественной ПЦР. Этика животных, метод и одобрение отбора проб были получены от Комитета по этике животных Сиднейского университета (номер утверждения: 720), и все методы применялись в соответствии с руководящими принципами и правилами Комитета по этике животных Сиднейского университета.

Дизайн видоспецифичных праймеров

Dactylogyrus и валидация анализа Dactylogyrus formosus Kulwiec, 1927, Dactylogyrus intermedius Wegener, 1909, Dactylogyrus ostraviensis Řehulka, 1988, и Dactylogyrusvastor Nybelin, 1924.Все пять Dactylogyrus spp. высоко специфичны для карповых рыб-хозяев 24,25 . Все анализы кПЦР нацелены на внутренний транскрибируемый спейсер 1 ( ITS1 ) между парами оснований 366 и 588. ITS1 представляет собой ядерный ген с высокой распространенностью, который, как известно, обнаруживается в эДНК, извлеченной из проб воды 26 , и обеспечивает уровень вида. разрешение для Dactylogyrus 10 и других гельминтов, учитывая его низкую внутривидовую, но высокую межвидовую изменчивость 27 .Каждый праймер Dactylogyrus , специфичный для , был разработан для нацеливания на область ITS1 , которая содержала наибольшее количество несовпадений (≥1) между целевыми и всеми нецелевыми видами Dactylogyrus (таблица 1). Для этого ранее присоединенный Dactylogyrus spp. Нуклеотидные последовательности ITS1 10 были загружены из GenBank (NCBI) и выровнены с помощью ClustalW (www.genome.jp/tools/clustalw, версия 1.81).

Таблица 1 Праймеры для Dactylogyrus spp. ITS1 Анализ эДНК.

Все анализы кПЦР были протестированы на специфичность in silico с использованием праймера BLAST 28 Национального центра биотехнологической информации (NCBI), Amplify4 (engels.genetics.wisc.edu/amplify) и Amplifx 1.7.0 (Nicolas Jullien ; CNRS, Экс-Марсельский университет: crn2m.univ-mrs.fr/pub/amplifx-dist). Для тестов Amplify4 и Amplifx 1.7.0 in silico виртуальные ПЦР были проведены против нуклеотидных последовательностей ITS1 для всех пяти целевых видов Dactylogyrus .Все анализы продемонстрировали специфичность к целевым видам Dactylogyrus во всех трех тестах in silico . Синтезировали праймеры (стандартное обессоливание; Sigma-Aldrich, Австралия), ресуспендировали в 1x ТЕ при концентрации 100 мкМ и хранили при -20°С. Наконец, все анализы кПЦР были протестированы на видоспецифичность in vitro с использованием ПЦР конечной точки и кПЦР с предварительно выделенной геномной ДНК (гДНК) из каждой мишени Dactylogyrus видов 10 . Все анализы продемонстрировали специфичность к целевым видам Dactylogyrus во всех тестах in vitro (таблица 1; дополнительная информация 1), дали ампликоны размером 120–210  п. ; Таблица 1).

Наборы для количественной ПЦР (10 мкл или 20 мкл), содержащие 3 или 6 мкл гДНК, 0,5 или 1 мкл каждого праймера для ПЦР (400 нМ), 5 или 10 мкл PowerUP® SYBR GreenER qPCR Master Mix (Life Technologies, Австралия) и 1 или 2 мкл воды MilliQ®, соответственно, и проводили в следующих условиях быстрого циклирования (скорость линейного изменения = 2,70 °C/сек): инкубация UDG при 50 °C в течение 2 мин, начальная денатурация при 95 °C в течение 2 мин, 40 циклы денатурации при 95°C в течение 15 сек, затем специфический отжиг праймеров при 60 или 65°C в течение 60 сек (таблица 1) и построение кривой терминальной диссоциации (60–95°C при 0,015 °С/сек). Ранее извлеченный Dactylogyrus spp. гДНК 10 количественно определяли на спектрофотометре NanoDrop™ (Invitrogen Inc.), а затем каждый видоспецифичный образец гДНК последовательно разбавляли в соотношении 1:10 для получения стандартной пятиточечной кривой для каждого целевого вида Dactylogyrus (1 × 10 −2 –1 × 10 −6  нг/мкл). Видоспецифичные стандарты гДНК использовали в качестве матрицы для определения эффективности амплификации анализа (E; т. е. увеличение ампликона за цикл) 29 и предела обнаружения (LOD; т.е., самый низкий стандарт гДНК, обнаруженный во всех технических повторах количественной ПЦР) для каждого соответствующего видоспецифического анализа количественной ПЦР. Все анализы количественной ПЦР проводили на системе ПЦР в реальном времени QuantStudio3™ (ThermoFisher Scientific Inc., Брисбен), а пороговое значение цикла (C t ) основывалось на общем пороге флуоресценции 0,2. Значения температуры плавления (T m ) определяли для каждого ампликона с использованием программного обеспечения для проектирования и анализа QuantStudio™ (версия 1.4.2). Все данные были экспортированы в Microsoft Excel для сравнительного анализа.

Поэтапные критерии обнаружения эДНК и образцы, протестированные на

Dactylogyrus spp.

Четырехступенчатая консервативная прогностическая схема была разработана для минимизации риска ложноположительных и ложноотрицательных результатов при количественной ПЦР T m анализ 21,22,30 . Эти критерии были выбраны с учетом необходимости точного определения отсутствия болезни в биобезопасности 31 и будущего применения анализа T m для обеспечения точного и надежного обнаружения.Для каждого анализа кПЦР T m каждого ампликона сравнивали со средним T m соответствующей видоспецифичной гДНК, которая была рассчитана на основе всех технических повторов кПЦР по всей стандартной кривой ± 99,7% ДИ 32 . Абсолютная разница между средним T m стандартной кривой видоспецифичной гДНК и каждым отдельным ампликоном технической реплики qPCR в рамках соответствующего видоспецифического анализа (|∆T m |) была рассчитана путем вычитания T m каждой технической повторности ампликона из среднего T m соответствующего видоспецифического стандарта гДНК.Расчетное |∆T м | затем значения были использованы для классификации каждого предполагаемого положительного обнаружения (т. положительный для обнаружения Dactylogyrus spp.) и CL 3 = низкий (ампликон, по прогнозам, не будет положительным для обнаружения Dactylogyrus spp., т. е. ложноположительный) (рис. 1).

Рисунок 1

Прогностическая структура, разработанная для интерпретации данных ампликона КПЦР для определения обнаружения эДНК.

Ампликоны были отнесены к категории CL 1, если: (1) кривые амплификации пересекали общий порог флуоресценции в течение 40 циклов (критерий 1.1, рис. 1), (2) значения T m находились в пределах 99,7% ДИ соответствующих видов -специфический средний стандарт гДНК T м (критерий 2: CL 1, рис. 1), и (3) визуализация в агарозном геле подтвердила соответствие длины, наблюдаемой и ожидаемой для соответствующего видоспецифического стандарта гДНК (критерий 3, рис. 1 ). Ампликоны классифицировались как CL 2, если они соответствовали критериям CL 1 (см. выше), но демонстрировали |∆T m | снаружи 99.7% ДИ и ≤1 °C от среднего T м соответствующих видовых стандартов (критерий 2: CL 2, рис. 1). Ампликоны классифицировали как CL 3, если они соответствовали критериям CL 1, но демонстрировали |∆T m | за пределами 99,7% ДИ и> 1  ° C от среднего значения T m соответствующего видового стандарта (критерий 2: CL 3, рис. 1). Предполагаемые положительные ампликоны CL 1, CL 2 и CL 3 секвенировали по Сэнгеру (Австралийский центр исследования генома, Брисбен) для Dactylogyrus spp. подтверждение уровня (NCBI BLAST; критерий 4, рис.1). Если какой-либо данный Dactylogyrus spp. Анализ эДНК имел ≥2 предполагаемых положительных ампликонов, отнесенных к категории CL 1 или CL 2, затем для секвенирования по Сэнгеру были выбраны два представителя для каждого CL (один с самым низким и один с самым высоким значением |∆T m |), в противном случае один или оба предполагаемых положительных ампликоны были секвенированы. Если какие-либо Dactylogyrus spp. Анализ эДНК показал ≥2 предполагаемых положительных ампликонов, отнесенных к категории CL 3, затем ампликоны с самым низким и самым высоким значением |∆T m | ценности (т.е., наиболее и наименее вероятно подтвержденные как положительные обнаружения) были секвенированы, в противном случае были секвенированы оба предполагаемых положительных ампликона.

Рисунок 2

Сравнение результатов вскрытия и обнаружения ДНК из окружающей среды (eDNA) видов Dactylogyrus в импортируемых партиях декоративных рыб. Обнаружение при вскрытии представлено как средняя кажущаяся распространенность в % (95% доверительный интервал, ДИ) 10 , а обнаружение эДНК — как подтвержденные положительные ампликоны/общее количество ампликонов.Серые области обозначают анализы КПЦР целевых партий рыбы, а звездочки (*) обозначают партии, в которых Dactylogyrus spp. не были обнаружены при вскрытии, но были обнаружены анализом кДНК. Отрицательные символы (-) означают, что паразиты не были обнаружены в общей сложности у 30 рыб и имели очевидную распространенность = 0% (95% ДИ = 0–11,4%) 10 , и что в общей сложности не было обнаружено ни одной эДНК паразита. шесть повторений образца эДНК.

Рисунок 3

Абсолютная разница в температуре плавления (|∆T m |) между секвенированными ампликонами, полученными в результате анализа ДНК в окружающей среде для Dactylogyrus anchoratus ( A ), Dactylogyrus formosus (8) Dactylogyrus intermedius ( C ) и Dactylogyrus ostraviensis ( D ) и их соответствующие стандарты геномной ДНК.Серые и черные столбцы на панелях A-D представляют собой подтвержденные положительные и подтвержденные отрицательные ампликоны соответственно. Горизонтальные пунктирные линии на панелях A–D представляют верхний 99,7% доверительный интервал для T m видово-специфических стандартов. ** Прямая и обратная последовательности были низкого качества; однако фрагмент консенсусного выравнивания длиной 72 п.н. оказался на 100% сходным с последовательностью LN599613 GenBank Cyprinus carpio (т.е. считается подтвержденным отрицательным).

Ампликоны считались предполагаемыми ложноотрицательными обнаружениями, если кривые амплификации не были получены или не превышали общий порог флуоресценции в течение 40 циклов (критерий 1.2) но выставлено |∆T м | значения в пределах 99,7% ДИ от среднего T m соответствующих видовых стандартов (ложноотрицательные, рис. 1). Ампликоны, классифицированные как предполагаемые ложноотрицательные, повторно амплифицировали с помощью количественной ПЦР, чтобы определить, соответствует ли |∆T m | значение в пределах 99,7% ДИ от среднего T m соответствующих видовоспецифичных стандартов и ожидаемой длины ампликона были получены при амплификации с использованием 1 мкл продукта ПЦР от начальной амплификации. Предполагаемые ложноотрицательные ампликоны были повторно амплифицированы с использованием шести повторов 20 мкл кПЦР, содержащих 1 мкл продукта пост-ПЦР, 1 мкл каждого праймера для ПЦР (400 нМ), 10 мкл PowerUP® SYBR GreenER qPCR Master Mix (Life Technologies, Австралия) и 8 мкл воды MilliQ® и запускали в тех же условиях циклирования, которые описаны выше.Любые ампликоны, полученные в результате повторной амплификации qPCR, которые соответствовали критериям 1, 2 и 3 (см. выше; рис. 1), были секвенированы по Сэнгеру для подтверждения.

Если весь анализ не давал ни одного ампликона, который преодолел общий порог флуоресценции в течение 40 циклов (критерий 1.2, рис. 1) и ни один ампликон не демонстрировал различимую T m , тогда весь анализ повторяли. Анализ считался отрицательным, если ни начальный, ни последующие прогоны кПЦР не давали ампликонов, которые превышали общий порог флуоресценции в течение 40 циклов (критерий 1.2, рис. 1), и ни начальный, ни последующие прогоны кПЦР не давали ампликонов с обнаруживаемым T m (критерий 2, рис. 1).

Видоспецифичные анализы количественной ПЦР использовались для тестирования выделенной ДНК в пробах воды из целевых и нецелевых партий рыбы на наличие Dactylogyrus spp. эДНК (рис. 2). Импортированные партии считались «целевыми» или «нецелевыми» партиями рыбы на основании опубликованных данных о заражении любым из Dactylogyrus spp. целевых в этом исследовании ( n  = 5) 5,24,25,33 .На основании этого критерия семь партий золотых рыбок ( Carassius auratus (Linnaeus, 1758)) считались мишенями для D. anchoratus , D. formosus , D. intermedius и D. barb ( Pethia conchonius (Hamilton, 1822)) считались мишенями для D. ostraviensis (рис. 2). По тем же критериям: одна гуппи ( Poecilia reticulata , Peters 1859), один жемчужный гурами ( Trichopodus leerii (Bleeker, 1852)), один трехточечный гурами ( Trichopodus trichopterus (Pallas, 1770)), один зеленый меченосец ( Xiphophorus hellerii Heckel, 1848) и три партии утконосов ( Xiphophorus maculatus (Günther, 1866)) считались нецелевыми хозяевами для всех пяти видов Dactylogyrus .Все партии целевой и нецелевой рыбы-хозяина были проверены на наличие кДНК от всех пяти видов Dactylogyrus с использованием видоспецифических анализов количественной ПЦР (рис. 2) с последующей оценкой каждого полученного ампликона на основе критериев отбора, описанных выше (рис. 1).

Специальный выпуск: Frontiers in Fish Parasites

Редакторы специальных выпусков

Доктор Патрик Мэтьюз Дельгадо
Электронная почта Интернет сайт
Приглашенный редактор

Институт биологических наук Университета Сан-Паулу, Сан-Паулу, Бразилия
Интересы: паразитов рыб; патология рыб; таксономия; молекулярная биология; обработка рыб от паразитов; антигельминтный препарат нанодоставка

проф.Доктор Маурисио Латерса Мартинс
Электронная почта Веб-сайт1 Веб-сайт2
Приглашенный редактор

AQUOS-Лаборатория здоровья водных организмов, Федеральный университет Санта-Катарины, Флорианополис, Бразилия
Интересы: патология рыб; иммунная профилактика; пищевые добавки; лечение возбудителей болезней рыб; гематология; иммунология

Информация о специальном выпуске

Уважаемые коллеги,

За последние несколько десятилетий количество исследований паразитов рыб увеличилось в связи с растущим значением рыболовства и глобальным расширением аквакультуры.Фактически, быстрый рост рыбной промышленности породил новые проблемы и возможности в области профилактики и борьбы с паразитами в рыбе, которые стали необходимыми для снижения негативного воздействия на крупномасштабное производство и поставки. Кроме того, значение распространения паразитов в новых средах международным транспортом, которое привело к экологическим и экономическим последствиям, приобретает все большее значение.

В этом специальном выпуске представлен обзор текущих исследований и достижений во всех аспектах паразитов морских и пресноводных рыб.Оригинальные исследовательские или обзорные статьи приветствуются, а потенциальные темы включают, помимо прочего, следующие: отношения паразит-хозяин, таксономия, молекулярная биология, экологические и эволюционные аспекты, иммунный ответ рыб на паразитарную инфекцию, методы диагностики, профилактика заболеваний, новые разработки в области лечение рыбных паразитов как у пресноводных, так и у морских, диких и культивируемых рыб.

Д-р Патрик Мэтьюс Дельгадо
Проф. д-р Маурисио Латерса Мартинс
Приглашенные редакторы

Информация о подаче рукописей

Рукописи должны быть представлены онлайн на сайте www.mdpi.com, зарегистрировавшись и войдя на этот сайт. После регистрации нажмите здесь, чтобы перейти к форме отправки. Рукописи можно подавать до указанного срока. Все материалы, прошедшие предварительную проверку, рецензируются экспертами. Принятые статьи будут постоянно публиковаться в журнале (как только они будут приняты) и будут перечислены вместе на веб-сайте специального выпуска. Приглашаются исследовательские статьи, обзорные статьи, а также короткие сообщения. Для планируемых статей в редакцию можно отправить название и краткую аннотацию (около 100 слов) для размещения на сайте.

Представленные рукописи не должны быть опубликованы ранее или находиться на рассмотрении для публикации в другом месте (за исключением материалов конференции). Все рукописи проходят тщательную рецензирование в рамках единого процесса слепого рецензирования. Руководство для авторов и другая необходимая информация для подачи рукописей доступны на странице Инструкции для авторов. Journal of Marine Science and Engineering — это международный рецензируемый ежемесячный журнал с открытым доступом, издаваемый MDPI.

Перед отправкой рукописи посетите страницу Инструкции для авторов. Плата за обработку статьи (APC) для публикации в этом журнале с открытым доступом составляет 2000 швейцарских франков (швейцарских франков). Представленные документы должны быть хорошо отформатированы и на хорошем английском языке. Авторы могут использовать MDPI Услуги редактирования на английском языке перед публикацией или во время авторских правок.

Ключевые слова

  • Взаимоотношения паразит-хозяин
  • Иммунология и профилактика заболеваний
  • Молекулярная биология и биохимия
  • Описания новых паразитов и связанных с ними болезней
  • Методы диагностики
  • Эпидемиология
  • Новые разработки в области лечения

На данный момент нет принятых материалов для этого специального выпуска.

Добавить комментарий

Ваш адрес email не будет опубликован.